質譜用於dna檢測方法

1. 氣相色譜質譜儀能檢測DNA嗎

不能，氣質基礎是氣相色譜＋質譜檢測器，DNA是相對大分子的有機物，不宜用氣相做，且生化分析多數要保證生物活性，氣質是不會有生物活性的，所以

2. 23andme DNA測序

http://www.bio88.cn/download/list.php?fid-4-page-1.htm
這里有很多DNA分析的軟體，而且很多是免費的
大規模DNA測序的趨勢——自動化�

DNA測序實現規模化的重要條件是自動化和機械化。目前，DNA制備、克隆文庫 組建及篩選、DNA測序分析、數據的分析獲得、鹼基序列閱讀、重疊克隆群順序排定等過程 均已平行發展，自動化操作緊隨其後。隨著DNA測序不斷由半自動化向自動化過渡，原始數據積累將不成問題，關鍵是把全基因的散測序組裝起來，以實現DNA測序的完整性。目前，在亞克隆篩選、模板制備、測序反應、鹼基閱讀等方面均在一定程度上實現了自動化。

1、 克隆篩選
從亞克隆文庫中尋找並篩選單一克隆已逐步實現了自動化。
2、模板制備 現有的機器人被用來自動分離DNA並制備適於傳統操作程度的測序模板 。特定用途的DNA分離儀也已採用。�

3、 測序反應
由於手工測序不能保證所需的再生產能力、高通量和准確的重復性，所以 ，DNA 測序反應的自動化對大規模測序是至關重要的。

4、自動放射性自顯影閱讀機�
近幾年來，自動化放射性自顯影閱讀機紛紛 上市，並不斷向商業化及科研應用方向發展。
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5、自動測序儀�
DNA自動測序儀的應用實現了凝膠電泳、初始數據獲取、鹼基閱讀等步驟自動化 。自動測序儀

第三節 未來的測序技術�
一、質譜法(mass spectrometry)�
新型的電離技術如電噴霧離子化和基質輔助激光吸收技術使利用質譜法 分析大片段DNA 成為可能。其中四極離子捕獲效果更好。Fourier轉型質譜或飛行時間質譜可進行極 為敏感的DNA測序。

二、雜交測序法(seguencing by hybridization,SBH)�
雜交測序法是一種創新性的DNA測序技術，主要是採用一系列n-mer長的所有可能的寡核苷酸與未知DNA靶序列進行雜交，記錄下最適的雜交 片段，然後組裝便可獲得未知片段的鹼基序列。
三、單分子測序法(single-molecule seguencing)�
單分子測序法是美國Los Alames國家實驗室(LANL )發展的一種通過檢測標記在單個 分子上的熒光進行DNA快速測序的方法。模板DNA分子首先通過酶法修飾或合成，使不同的熒 光素標記不同的鹼基，然後，用兩個激光束(或稱激光鑷子lasertweezer)夾住標記的DN A分 子，將其置於液流系統，從被固定的核苷酸上游端開始用外切酶逐一切下被標記的核苷酸， 通過單分子熒光探測器檢測液流中切下的標記核苷酸，再根據檢測到的信號順序確定DNA順 序。�

四、原子探針顯微鏡測序法(atomic probe micros)�
80年代發展的原子探針顯微鏡技術如掃描遂道顯微鏡(scanning tunneling micro scopes,STM)和原子力顯微鏡(atomic force microscopes,ATM)使直接檢測DNA分子結構成為 可能。STM是由IBM Zurich研究所的科學家發明的用來直接觀察單分子、單原子結構的技術 ，最近有人將其應用於閱讀DNA序列。

五、超薄水平凝膠電泳技術(Horizontal Ultrathin Gel Electropho resis,HUGE)�
1990年，Swerdlow H首次採用HUGE技術進行DNA測序研究。該技術是在單一超薄凝 膠平板 上放入多道平行樣品，在超高壓電場作用下，通過HUGE檢測系統進行測序。

3. DNA質量檢測相關方法，及效果

對於基因組DNA質量檢測主要包括：基因組DNA片段大小的確定，基因組DNA濃度的測定，基因組DNA純度的測定三方面。
用到的技術方法有：瓊脂糖凝膠電泳（確定片段大小），使用紫外分光光度計測定基因組DNA溶液的OD值（濃度和純度的測定，OD260/OD280應該在1.8左右，高了表明有RNA污染，低了表明有蛋白質污染）
再看看別人怎麼說的。

4. 6，dna點突變常用的檢測方法有哪些

基因突變檢測方法：
（1）
pcr-sscp法是在非這性聚丙烯醯胺凝膠上，短的單鏈dna和rna分子依其大街基序列不同而形成不同構象，一個鹼基的改變將影響其構象而導致其在凝膠上的移動速度改變。其基本原理為單鏈dna在中性條件下會形成二級結構，這種二級結構依賴於其鹼基組成，即使一個鹼基的不同，也會形成不同的二級結構而出刺同的遷移率。由於該法簡單快速，因而被廣泛用於未知基因突變的檢測。
（2）異源雙鏈分析法（ha）
ha法直接在變性凝膠上分離雜交的突變型一野生型dna雙鏈。由於突變和野生型dna形成的異源雜合雙鏈dna在其錯配處會形成一突起，在非變性凝膠中電泳時，會產生與相應的同源雙dna不同的遷移率。該法與sscp相似，所不同的是sscp分離的是單鏈dna，ha法分離的是雙鏈dna，也只適合於小片段的分析。
（3）突變體富集pcr法（mutant-enriched
pcr）本法的基本原理是利用ras基因家族某個密碼子部位存在已知的限制性內切酶位點，如k-ras基因第12密碼子的bstni位點，第13密古巴子有bgⅰⅱ位點。用鏈續二次的巢式pcr來擴增包括k-ras第12、13密碼子的dna片段，在兩次擴增反應之間用相應的內切酶消化擴增的dna片段，野生型因被酶切而不能進入第二次pcr擴增，而突變型則能完整進入第二次pcr擴增並得到產物的富集。

5. DNA質量檢測相關方法，及效果

對於基因組DNA質量檢測主要包括：基因組DNA片段大小的確定，基因組DNA濃度的測定，基因組DNA純度的測定三方面。
用到的技術方法有：瓊脂糖凝膠電泳（確定片段大小），使用紫外分光光度計測定基因組DNA溶液的OD值（濃度和純度的測定，OD260/OD280應該在1.8左右，高了表明有RNA污染，低了表明有蛋白質污染）

6. 常用的基因突變檢測方法有哪些

1、焦磷酸測序法

測序法的基本原理是雙脫氧終止法，是進行基因突變檢測的可靠方法，也是使用最多的方法。但其過程繁瑣、耗時長，靈敏度不高，對環境和操作者有危害，故在臨床應用中存在一定的限制。

焦磷酸測序法適於對已知的短序列的測序分析，其可重復性和精確性能與SangerDNA測序法相媲美，而速度卻大大的提高。

焦磷酸測序技術產品具備同時對大量樣品進行測序分析的能力。為大通量、低成本、適時、快速、直觀地進行單核苷酸多態性研究和臨床檢驗提供了非常理想的技術操作平台。

2、微數字聚合酶鏈反應

該方法為將樣品作大倍數稀釋和細分，直至每個細分試樣中所含有的待測分子數不超過1個，再將每個細分試樣同時在相同條件下聚合酶鏈反應後，通過基因晶元逐個計數。該方法為絕對定量的方法。

3、聚合酶鏈反應-限制性片段長度多態性分析技術

聚合酶鏈式反應（PCR）是一種用於放大擴增特定的DNA片段的分子生物學技術，它可看作是生物體外的特殊DNA復制，PCR的最大特點是能將微量的DNA大幅增加。該法一般用於檢測已知的突變位點。

因此，無論是化石中的古生物、歷史人物的殘骸，還是幾十年前兇殺案中兇手所遺留的毛發、皮膚或血液，只要能分離出一丁點的DNA，就能用PCR加以放大，進行比對。這也是「微量證據」的威力之所在。

由1983年美國Mullis首先提出設想，1985年由其發明了聚合酶鏈反應，即簡易DNA擴增法，意味著PCR技術的真正誕生。到如今2013年，PCR已發展到第三代技術。1976年，台灣科學家錢嘉韻，發現了穩定的Taq DNA聚合酶，為PCR技術發展也做出了基礎性貢獻。

PCR是利用DNA在體外攝氏95°高溫時變性會變成單鏈，低溫（經常是60°C左右）時引物與單鏈按鹼基互補配對的原則結合，再調溫度至DNA聚合酶最適反應溫度（72°C左右）。

DNA聚合酶沿著磷酸到五碳糖(5'-3')的方向合成互補鏈。基於聚合酶製造的PCR儀實際就是一個溫控設備，能在變性溫度，復性溫度，延伸溫度之間很好地進行控制。

4、高效液相色譜法

該方法是基於發生錯配的雜合雙鏈DNA與完全匹配的純合雙鏈DNA解鏈特徵的差異而進行檢測的，可檢測出含有單個鹼基的置換、插入或缺失的異源雙鏈片段。

與測序法相比，該法簡單、快速，不僅可用於已知突變的檢測，還可用於未知突變的掃描。但只能檢查有無突變，不能檢測出突變類型，結果判斷容易出錯。

5、單鏈構象異構多態分析技術

依據單鏈DNA在某一種非變性環境中具有其特定的第二構象，構象不同導致電泳的遷移率不同，從而將正常鏈與突變鏈分離出來。與測序法相比，靈敏性更高。

7. 什麼是質譜，質譜分析原理是什麼

質譜（又叫質譜法）是一種與光譜並列的譜學方法，通常意義上是指廣泛應用於各個學科領域中通過制備、分離、檢測氣相離子來鑒定化合物的一種專門技術。

質譜分析原理：將被測物質離子化，按離子的質荷比分離，測量各種離子譜峰的強度而實現分析目的的一種分析方法。

質量是物質的固有特徵之一，不同的物質有不同的質量譜——質譜，利用這一性質，可以進行定性分析（包括分子質量和相關結構信息）；譜峰強度也與它代表的化合物含量有關，可以用於定量分析。

(7)質譜用於dna檢測方法擴展閱讀

相關儀器：

質譜儀一般由四部分組成：

進樣系統——按電離方式的需要，將樣品送入離子源的適當部位；

離子源——用來使樣品分子電離生成離子，並使生成的離子會聚成有一定能量和幾何形狀的離子束。

質量分析器——利用電磁場（包括磁場、磁場和電場的組合、高頻電場、和高頻脈沖電場等）的作用將來自離子源的離子束中不同質荷比的離子按空間位置，時間先後或運動軌道穩定與否等形式進行分離；

檢測器——用來接受、檢測和記錄被分離後的離子信號。

一般情況下，進樣系統將待測物在不破壞系統真空的情況下導入離子源（10-6～10-8mmHg），離子化後由質量分析器分離再檢測；計算機系統對儀器進行控制、採集和處理數據，並可將質譜圖與資料庫中的譜圖進行比較。

8. DNA檢測的方法都有哪些

DNA檢測
技術有很多，主要分為定性和定量方法。給你舉幾個：1，分子雜交技術，（包括southern雜交，northern雜交，基因晶元等）分子雜交分析的基本原理是基於DNA探針檢測變性而且固定在硝酸纖維素膜上的宿主細胞DNA。這些探針可以不依賴宿主細胞DNA來制備，例如用隨機引物制備探針。探針上標記酶﹑生物素﹑放射性同位素﹑地高辛（Dig）等。由於地高辛標記核酸探針，操作方便、靈敏度高，已標記的探針在4℃貯存可達兩年之久，方便隨時應用，所以現在常採用地高辛標記核酸探針，用游標記法將光敏Dig標記到探針上，製成光敏-Dig-核酸探針，再與固定在硝酸膜上的靶核酸進行靶DNA分子雜交，使之與抗Dig-鹼性磷酸酶結合，最後可用不同的檢測方式進行檢測，
發光檢測
和顯色檢測均可，靈敏度可達10pg以下2，基於DNA結合蛋白的方法Threshold®
Immunoassay分析系統是基於兩種DNA序列非特異性蛋白，單鏈DNA（ssDNA）結合蛋白（SSB）和抗ssDNA
的單抗。檢測的基本過程是當生物素—DNA單鏈結合蛋白和尿素酶—抗ssDNA
的單抗與變性的宿主細胞DNA結合最終形成復合物，通過親合素將此復合物連接到生物素—硝酸纖維素膜，在通過洗滌所有非特異性的被洗脫掉，最後放於有
尿素溶液
的讀數儀，尿素酶催化尿素分解成NH3和CO2
導致PH值發生變化，讀數儀根據PH值的變化換算成DNA的量，從而達到檢測殘余DNA含量的目的。3，PCR法，其中以實時定量PCR法最為突出熒光定量
PCR是基於PCR擴增時，在加入一對引物的同時加入一個特異性的熒光探針，產物的增加可以通過熒光信號指示，通過實時監控PCR體系中的熒光信號，對樣本中初始模板進行定量分析。定量PCR可實時檢測產物量，通過加入已知濃度的
標准樣品
繪制標准曲線，然後根據待測樣品在標准曲線中的位置推算初始模板的濃度，從而達到檢測殘余DNA含量的目的。此外，對DNA的定量技術也有很多，可以看下這篇文章《核酸定量技術及其在生物檢測中的應用》

9. 如何分析一個不確定的蛋白質或DNA片段

這是一個很大的問題。。。
「不確定」？你是指序列未知的待測蛋白質或DNA嗎？好吧，我能想到的「不確定」就是未知序列的意思了。
測定未知蛋白質或者DNA的序列一般都可以用三種方法：生物方法、化學方法和物理方法。生物學方法——酶解，一般和化學方法結合使用。
對於蛋白質的測序首先測定蛋白質分子中多肽鏈的數目，然後拆分多肽鏈並斷開鏈內二硫鍵再分析每一條多肽鏈的序列。
由於測序分析的方法一次能測定的序列不能太長，所以要將獲得的多肽鏈進行裂解，一般使用酶或者溴化氫、羥胺等化學試劑。獲得小的多肽片段之後可以使用Edman降解法進行化學降解分析，也可以使用外肽酶進行水解，或者使用質譜等物理方法測定其序列，此外還可以根據所編碼的DNA序列進行推定，但是一般這種方法准確率比較低。獲得多肽片段序列之後進行肽段在多肽鏈中次序的決定，解決這個問題使用的是使用多種斷裂方法獲得不同的肽段組合，因為不同的斷裂方法切口彼此錯位，不同套的肽段正好相互跨過切口重疊，然後使用推理的方法，將肽段」組裝「起來。現在較為常用的方法是X-ray，首先異源表達獲得蛋白質晶體然後測定其三維結構，自然也就獲得了蛋白質的序列。另外核磁共振也有使用，但是由於測定蛋白質分子量受限，不如X-ray使用廣泛。
DNA的測序也是使用生物學方法和化學方法。
生物化方法可以使用與蛋白質測序類似的方法，先獲得小片段，然後疊加，R.W.Holley首先測定酵母丙氨酸tRNA序列是使用的策略就是這樣。但是一般蛋白質所含氨基酸數目從幾個到幾千，但是不會太多，相比之下DNA的核苷酸就是天文數字了，因此必須使用其他的辦法。Sanger首先提出一種策略——」加減法「，即設計方法使得DNA末端固定為某一種核苷酸，然後通過測定DNA長度來推測其序列。
首先，在做「加法體系」和「減法體系」以前的工作。
待測DNA的單鏈作為模板，一個合適的引物，四種dNTP，用同位素標記。
DNA聚合酶從引物開始合成一條互補鏈，理想情況是，合成所產生各種長度的片段都存在。
然後除去那些未參與合成的dNTP，將剩下的合成產物，分成兩部分。
一部分用於加法系統，一部分用於減法系統。

加法系統：將用於加法系統的產物再分成四小份，每一小份中僅僅將四份中的dNTP的一種加入反應體系。比如僅加入dATP。由於DNA由聚合酶具有3′→5′的外切酶活性，而反應體系中缺少另外三種必要的dNTP，合成產物就從3′→5′方向降解。然而由於存在dATP，顯然遇到dA的位置降解反應就停止了。因而所有的片段都是以A結尾的。同理，可以分別制備以C、G或T結尾的另外三組片段。
四組片段在同一塊凝膠板的不同樣品槽中同時電泳（這類圖LZ可以在書上隨便找到），從放射自顯圖上就可以推斷出鹼基序列，因為從A樣品槽查出的放射性區帶代表A在片段中的位置，同理也可定出C、G和T的位置。
【加法系統實際就是以降解為條件，以DNA聚合酶的3′→5′的外切酶活性為基礎，當降解過程遇到試劑中所富含的dNTP時，反應就停止】

按理只用一個加法系統就足以推斷DNA的鹼基序列了。但由於技術上的原因，只用一種方法有時不能得到完全正確的結果，因此又設計了一種減法系統。

減法系統：也是將上述酶促產物分成四小份，每一小份中只加入三種dNTP，比如缺少dATP。在這個反應體系中，DNA聚合酶能夠把片段繼續合成下去，但是在遇到應該是dATP參入的位置時，合成反應就停下來了。這就可以得到一個都是以A前一個位置為結尾的片段組，電泳後同樣可以定出A的位置。
【減法系統實際就是以合成為條件，當合成過程缺少需要的dNTP時，反應就停止】

但此加減法並不盡如人意，由於反應速度上的差異，有些片段可能多些，另一些片段可能少些，有時可能導致漏讀和重讀，有時圖譜上還會出現假譜線，當同樣鹼基排列時圖譜上有時只出現一條帶。因此用這個方法測定DNA片段可能有1/50的誤差。目前常用的是它的改進法-雙脫氧末端終止法。

剩下的就是讀板的問題，可以想到，在理想情況下，比如以A結尾的各種長度的片段，出現的可能性是均等的。那麼在聚丙烯醯胺凝膠電泳中，相對分子量小的片段遷移速度快。書上的圖，都是一塊板子，有四個列，分別是以四種不同結尾的核苷酸的電泳情況。跑在越前面的（也就是最靠近底部的），就第一個被讀出來，隨後的相對分子量不斷增大，遷移速度慢，也就是比較大的片段，按其順序和所處的列，就克直觀讀出序列。
化學法由Maxam-Gilbert在1977年發明。
一、取待測DNA片段，既可以是單鏈也可以是雙鏈。
此法又叫化學切割法，或化學降解法，切割之前先對待測片段作末端標記。用放射性P32-磷酸集團標記鏈的末端之一。

二、將標記完的樣品，分成四份。分別採用不同的化學試劑對所得樣品，進行修飾進而切割【切割就是利用特異的化學試劑，修飾DNA分子中不同的鹼基，使被修飾的鹼基之間的連接變得不穩定，發生斷裂，而產生各種長度的DNA片段。】
【四組切割的方法，在G、G+A、T+C、C處切割】
「+」就是同時切割，有點討厭的是這點，能修飾A，使其糖苷鍵不穩定的甲酸，同時也會使G的不穩定，所以無奈就有了G+A並在一起，
（1）G反應，"硫酸二甲酯"，使鳥嘌呤G的N7原子甲基化，而與脫氧戊糖之間的糖苷鍵不穩定，可在中性環境中受熱斷裂，得到一系列G末端的片段。
（2）G+A反應 "甲酸",使A和G嘌呤環上的N原子質子化，糖苷鍵變得不穩定，可用哌啶將其斷裂，得到一系列A和G混合的末端的片段。
（3）T+C反應 "肼"，使T和C的嘧啶環斷裂，通過消除反應，使DNA鏈發生斷裂，得到一系列T+C末端的片段。
（4）C反應 在NaCl存在時，只有C與肼反應，得到一系列C末端的片段。

用上面加減法一樣的電泳，克得到結果，直觀讀出。
至於為什麼（2）（3）兩步，為什麼是G+A、T+C？
事實上，如果有單獨只斷A的或只斷T的修飾方法，也可以。但從書上列出的圖中，可以看出，斷裂的混合物G+A、T+C電泳後並不影響讀結果。

10. 用質譜儀如何判斷DNA甲基化

有些質譜儀分析不到甲基化，這跟破碎方法有關。用CID破碎的質譜儀，存在中性丟失，會失去CH4，所以分析不了甲基化；而用ECD和ETD的質譜儀可以做甲基化這樣的修飾分析。