dna損傷的檢測方法

① DNA損傷有什麼檢測方法

DNA損傷修復-檢測方法
大部分DNA損傷修復都依賴於DNA的修復合成,所以對修復合成的測定常用來作為DNA修復的檢測方法。常用的有以下幾種：
放射自顯影法
在細胞培養物中加入氚標記的胸腺嘧啶核苷等放射源,用放射自顯影方法計數銀顆粒數來測定修復合成過程中參入到DNA分子中的量。
液體閃爍計數法
用液體閃爍計數器測定培養物中的放射源因修復合成而參入到DNA分子中的量。這一方法適用於大批量樣本。
超速離心法
一種應用比較廣泛的方法，可應用於切除修復、復制後修復及鏈斷裂修復方式的檢測。一般是用氚標記溴脫氧尿嘧啶核苷等參入到修復合成的DNA分子中去以改變DNA分子的重量(BrdU的分子量比尿嘧啶核苷大),通過超速離心可以從沉降系數不同的各組分中收集修復合成中參入量不同的DNA片斷,然後分別測定其放射性的強度來判斷修復合成的多少。
病毒宿主細胞復活法
以SV40病毒、腺病毒、皰疹病毒、噬菌體等感染培養的人體細胞或細菌，然後以紫外線等處理以造成病毒DNA分子的損傷，因為病毒DNA分子損傷的修復是靠宿主細胞的修復酶系統，所以受損傷的病毒能否繼續生存繁殖可間接地反映宿主細胞的修復功能。
姐妹染色單體互換(SCE)法
姐妹染色單體互換率的檢測也能反映一部分DNA修復功能。人類中的某些先天性DNA修復缺陷疾病如布盧姆氏綜合征患者的自發SCE顯著增高;另一些如著色性干皮病則誘發SCE增高。這是由於DNA修復功能的缺陷導致染色體穩定性減弱所致。

② 怎樣利用流式細胞儀檢測DNA損傷需要試劑盒嗎

流式檢測不了dna損傷，能檢測細胞凋亡。
在染色體水平上，可以用免疫熒光的方法檢測dna損傷，比如檢測γ-H2AX來反應dna雙鏈斷裂情況。你在谷歌圖片搜索關鍵詞γ-H2AX+dna damage可以找到很多圖片和文獻。

③ DNA損傷有什麼檢測方法

DNA損傷修復-檢測方法
大部分DNA損傷修復都依賴於DNA的修復合成,所以對修復合成的測定常用來作為DNA修復的檢測方法。常用的有以下幾種：

放射自顯影法
在細胞培養物中加入氚標記的胸腺嘧啶核苷等放射源,用放射自顯影方法計數銀顆粒數來測定修復合成過程中參入到DNA分子中的量。

液體閃爍計數法
用液體閃爍計數器測定培養物中的放射源因修復合成而參入到DNA分子中的量。這一方法適用於大批量樣本。

超速離心法
一種應用比較廣泛的方法，可應用於切除修復、復制後修復及鏈斷裂修復方式的檢測。一般是用氚標記溴脫氧尿嘧啶核苷等參入到修復合成的DNA分子中去以改變DNA分子的重量(BrdU的分子量比尿嘧啶核苷大),通過超速離心可以從沉降系數不同的各組分中收集修復合成中參入量不同的DNA片斷,然後分別測定其放射性的強度來判斷修復合成的多少。

病毒宿主細胞復活法
以SV40病毒、腺病毒、皰疹病毒、噬菌體等感染培養的人體細胞或細菌，然後以紫外線等處理以造成病毒DNA分子的損傷，因為病毒DNA分子損傷的修復是靠宿主細胞的修復酶系統，所以受損傷的病毒能否繼續生存繁殖可間接地反映宿主細胞的修復功能。

姐妹染色單體互換(SCE)法

姐妹染色單體互換率的檢測也能反映一部分DNA修復功能。人類中的某些先天性DNA修復缺陷疾病如布盧姆氏綜合征患者的自發SCE顯著增高;另一些如著色性干皮病則誘發SCE增高。這是由於DNA修復功能的缺陷導致染色體穩定性減弱所致。

④ DNA損傷修復的檢測方法

大部分DNA損傷修復都依賴於DNA的修復合成,所以對修復合成的測定常用來作為DNA修復的檢測方法。常用的有以下幾種： 又稱光逆轉。這是在可見光（波長3000～6000埃）照射下由光復活酶識別並作用於二聚體，利用光所提供的能量使環丁醯環打開而完成的修復過程 (圖2)。光復活酶已在細菌、酵母菌、原生動物、藻類、蛙、鳥類、哺乳動物中的有袋類和高等哺乳類及人類的淋巴細胞和皮膚成纖維細胞中發現。這種修復功能雖然普遍存在，但主要是低等生物的一種修復方式，隨著生物的進化，它所起的作用也隨之削弱。
光復活過程並不是PR酶吸收可見光，而是PR酶先與DNA鏈上的胸腺嘧啶二聚體結合成復合物，這種復合物以某種方式吸收可見光，並利用光能切斷胸腺嘧啶二聚體間的C-C鍵，胸腺嘧啶二聚體變成單體，PR酶就從DNA上解離下來。 又稱切補修復。最初在大腸桿菌中發現，包括一系列復雜的酶促DNA修補復制過程,主要有以下幾個階段：核酸內切酶識別DNA損傷部位，並在5'端作一切口，再在外切酶的作用下從5'端到3'端方向切除損傷；然後在 DNA多聚酶的作用下以損傷處相對應的互補鏈為模板合成新的 DNA單鏈片斷以填補切除後留下的空隙；最後再在連接酶的作用下將新合成的單鏈片斷與原有的單鏈以磷酸二酯鏈相接而完成修復過程(圖3)。
切除修復並不限於修復嘧啶二聚體，也可以修復化學物等引起的其他類型的損傷。從切除的對象來看，切除修復又可以分為鹼基切除修復和核苷酸切除修復兩類。鹼基切除修復是先由糖基酶識別和去除損傷的鹼基，在DNA單鏈上形成無嘌呤或無嘧啶的空位,這種空缺的鹼基位置可以通過兩個途徑來填補：一是在插入酶的作用下以正確的鹼基插入到空缺的位置上；二是在核酸內切酶的催化下在空位的5'端切開DNA鏈，從而觸發上述一系列切除修復過程。對於各種不同類型的鹼基損傷都有特異的糖基酶加以識別。不同的核酸內切酶對於不同類型損傷的識別也具有相對的特異性。
切除修復功能廣泛存在於原核生物和真核生物中，也是人類的主要修復方式,嚙齒動物 (如倉鼠、小鼠)先天缺乏切除修復的功能。
1978 年美國學者 J.L.馬克斯發現真核生物與原核生物間由於染色質結構不同,切除修復的過程也不相同。真核生物的DNA分子不象原核生物那樣是裸露的,而是纏繞在組蛋白上形成串珠狀的核小體結構。真核生物中的嘧啶二聚體的切除分兩個階段:快速切除期,約需2～3小時，主要切除未與組蛋白結合的DNA部分的損傷;緩慢切除期，至少要持續35小時而且需要有某種控制因子去識別這種損傷，使DNA受損部分從核小體中暴露出來,然後經過一系列步驟完成切除修復,然後修復的DNA分子再纏繞在組蛋白上重新形成核小體。 重組修復從 DNA分子的半保留復制開始，在嘧啶二聚體相對應的位置上因復制不能正常進行而出現空缺,在大腸桿菌中已經證實這一DNA損傷誘導產生了重組蛋白,在重組蛋白的作用下母鏈和子鏈發生重組,重組後原來母鏈中的缺口可以通過DNA多聚酶的作用,以對側子鏈為模板合成單鏈DNA片斷來填補,最後也同樣地在連接酶的作用下以磷酸二脂鍵連接新舊鏈而完成修復過程。重組修復也是嚙齒動物主要的修復方式。重組修復與切除修復的最大區別在於前者不須立即從親代的DNA分子中去除受損傷的部分,卻能保證DNA復制繼續進行。原母鏈中遺留的損傷部分,可以在下一個細胞周期中再以切除修復方式去完成修復。重組修復的主要步驟有：
1．復制
含有TT或其他結構損傷的DNA仍然可以正常的進行復制，但當復制到損傷部位時，子代DNA鏈中與損傷部位相對應的位置出現切口，新合成的子鏈比未損傷的DNA鏈要短。
2．重組
完整的母鏈與有缺口的子鏈重組，缺口由母鏈來的核苷酸片段彌補。
3．再合成
重組後母鏈中的缺口通過DNA多聚酶的作用合成核酸片段，然後由連接酶使新片段與舊鏈連接，至此重組修復完成。
重組修復並沒有從親代DNA中去除二聚體。當第二次復制時，留在母鏈中的二聚體仍使復制不能正常進行，復制經過損傷部位時所產生的切口，仍舊要用同樣的重組過程來彌補，隨著DNA復制的繼續，若干代以後，雖然二聚體始終沒有除去，但損傷的DNA鏈逐漸「稀釋」，最後無損於正常生理功能，損傷也就得到了修復。 是SOS反應的一種功能。SOS反應是DNA受到損傷或脫氧核糖核酸的復制受阻時的一種誘導反應。在大腸桿菌中,這種反應由recA-lexA系統調控。正常情況下處於不活動狀態。當有誘導信號如 DNA損傷或復制受阻形成暴露的單鏈時，recA蛋白的蛋白酶活力就會被激活，分解阻遏物lexA蛋白,使SOS反應有關的基因去阻遏而先後開放,產生一系列細胞效應。引起SOS反應的信號消除後，recA蛋白的蛋白酶活力喪失，lexA蛋白又重新發揮阻遏作用。
SOS 反應發生時, 可造成損傷修復功能的增強。如uvrA、uvrB、uvrC、uvrD、ssb、recA、recN和ruv基因發達從而增強切除修復、復制後修復和鏈斷裂修復。而recA和umuD.C則參與一種機制不清的易錯修復，使細胞存活率增加，突變率也增加。除修復作用外,SOS反應還可造成細胞分裂受阻、溶原性噬菌體釋放和DNA復制形式的改變。後者指DNA聚合酶I*的形成,使DNA復制的准確性降低並可通過損傷部位。此時，DNA復制的起始也無需新合成蛋白。
在真核細胞中,雖然還不清楚具體過程,但肯定存在可誘導的易錯修復。酵母RAD6系統就是一種易錯修復系統。在哺乳類細胞中,DNA損傷可誘導細胞內病毒的釋放、病毒轉化作用的加強、染色體重組增強和細胞纖溶酶激活物的形成等。並且還發現了和大腸桿菌相似的ω-復活效應和ω-誘變效應。由於這種反應可增強突變、染色體重排和病毒的活動，以及對 DNA復制形式的影響，可能與癌基因激活和腫瘤形成有直接的關系。因而,SOS反應可作為檢測葯物致癌性的指標,而抑制SOS反應的葯物則可減少突變和癌變。這類物質被稱之為抗變劑。
適應性
1977年美國學者L.薩姆森等在大腸桿菌中發現的不同於SOS修復的又一種誘導反應，它可以修復鳥嘌呤鹼基的甲基化。如先以每毫升培養基 1微克的誘變劑N-甲基-N'－硝基－亞硝基胍(MNNG)培養大腸桿菌兩小時，就能使大腸桿菌對MNNG濃度高幾百倍的環境產生抗性。這是由於 MNNG引起的DNA鏈上的鳥嘌呤甲基化誘導合成甲基受體蛋白，這種甲基受體蛋白分子的半胱氨酸能和甲基基團結合形成S-甲基半胱氨酸，從而使甲基化的鳥嘌呤鹼基得以修復。
鏈斷裂
包括DNA分子的單鏈斷裂修復、雙鏈斷裂修復和染色體的斷裂重接修復。在連接酶的參與下這些斷裂能夠迅速地以重接的方式修復。這種修復有兩個特點：一是不穩定性，重接後又可以再度離解；二是不正確性，經常發生隨機的重接錯誤。
鏈交聯
起始步驟是在糖基酶的催化下解開交聯的一條臂, 通過鹼基切除的方式先修復合成其中一條單鏈，然後再在內切酶的催化下，以核苷酸切除修復的方式從相反的方向修復對側的單鏈片斷。

⑤ 怎樣鑒定dna 到底是怎麼做的

DNA親子鑒定流程：

1、DNA提取

把樣本細胞核中所含有DNA提取出來，然後進行一定的純化，化除樣本中的雜質。

2、PCR擴增

PCR的中文名為聚合酶鏈式反應，簡單的說，PCR擴增這一步就是把我們所需要的片段通過酶促反應，在PCR儀上進行大量復制，放大到通過某些專用儀器可以看到的程度。

3、後PCR反應

這一步主要是上ABI測序儀檢測的准備階段，將雙鏈的DNA打開，加一些檢測用的的內標，主要是用來標記檢測的片段長度。

4、毛細管測序儀檢測

由於DNA帶有電荷，通過毛細管電泳的方法，不同片段DNA長度的電泳速度不同，在同樣的電壓，同樣的電泳時間下，泳動的距離不同，這些長短不同距離可以通過前期加入的內標測量分辨出來，同時可通過一定的軟體顯示在電腦上，方便檢測人員處理和分析數據。

5、分析數據，出具報告

主要是檢測人員將所得結果進行分析匯總、計算，然後出鑒定結論和報告。

(5)dna損傷的檢測方法擴展閱讀：

做移民親子鑒定所需手續：

1、被鑒定者在申請做移民親子鑒定時，需提供能夠證明本人身份的證件(如身份證、戶口薄、出生證等，只需要提供一種即可);

2、部份國家簽證時需要公證處委託,如有要求，請公證處提供委託書鑒定書;

移民親子鑒定流程：

1，被鑒定者簽訂司法鑒定委託書，在鑒定中心採集樣本，如無法親自到鑒定中心現場，也可自行採集樣本進行郵寄。

2，採集到的樣本會被送入實驗室進行DNA檢測，被鑒定者等待鑒定報告即可。

3，鑒定中心一般會在5個工作日出具鑒定報告。

建議被鑒定者在做移民親子鑒定時，事先與鑒定中心客服工作人員進行溝通，客服工作人員會在第一時間以專業的知識幫助被鑒定者在鑒定過程所遇到的疑惑和難題。

⑥ DNA質量檢測相關方法，及效果

對於基因組DNA質量檢測主要包括：基因組DNA片段大小的確定，基因組DNA濃度的測定，基因組DNA純度的測定三方面。
用到的技術方法有：瓊脂糖凝膠電泳（確定片段大小），使用紫外分光光度計測定基因組DNA溶液的OD值（濃度和純度的測定，OD260/OD280應該在1.8左右，高了表明有RNA污染，低了表明有蛋白質污染）
再看看別人怎麼說的。

⑦ DNA損傷有什麼檢測方法

Giemsa染色法,TUNUL法、DNA電泳梯度法、流式細胞檢測法.

⑧ 遺傳毒性試驗的實驗方法

近十幾年,隨著遺傳毒理學相關領域特別是分子生物學的研究進展,遺傳毒性測試評價方法也在不斷改進。據報道,目前已建立的遺傳毒性短期檢測法已超過200種。根據其檢測的遺傳學終點可分為4種類型:1檢測基因突變;2檢測染色體畸變;3檢測染色體組畸變;4檢測DNA原始損傷。
1現行組合試驗方案由於一種遺傳毒性檢測方法通常只能反映一個或兩個遺傳學終點。沒有一種檢測方法能涵蓋所有的遺傳學終點,故需用一組試驗配套進行試驗。200多種檢測方法中,真正經過驗證有合適靈敏度和特異度的大概不到10種。目前多數國家規定,如體內誘變試驗顯示1個或以上試驗呈陽性結果,則需要進行生殖細胞遺傳毒性測試。
2各類遺傳毒性試驗方法的研究進展
2.1檢測基因突變
遺傳毒性試驗
2.1.1Ames試驗Ames試驗是檢測化學物質基因突變的常用方法。常規的Ames試驗選用四個測試菌株(TA97、TA98、TA100、TA102),最近有人提出增加TA1535測試菌株,該菌株特別適用於檢測混合物的致突變性。目前出現的新生菌株具有更高的敏感性和特異性,如YG7014、TG7108,缺乏編碼O6-甲基鳥嘌呤DNA甲基化轉移酶的ogtST基因,專用於對烷化劑引起的DNA損傷檢測;引入乙醯轉移酶基因的YG1024、YG1029菌株,對硝基芳烴和芳香胺的敏感性比原菌株高100倍以上[4]。測試代謝活化系統一般採用由Aro-clor1254(PCBs)誘導大鼠肝微粒體酶的S9;國外也有用人肝S9的報道,試驗證明其代謝活性明顯高於鼠S9[5,6]。為了克服S9制備上的困難和不穩定性,Josephy等將沙門氏菌的芳香胺N-乙醯轉移酶基因和人類細胞色素P-450基因Cyp1A2引入細胞,構建了在無外源S9時也可檢出芳香胺誘變性的Ames測試菌株如DJ4501A2[7]。
2.1.2TK基因突變試驗TK基因突變試驗是一種哺乳動物體細胞基因正向突變試驗,近年來其應用價值有明顯的提高。TK基因編碼胸苷激酶,該酶催化胸苷的磷酸化反應,生成胸苷單磷酸(TMP)。如果存在三氟苷(TFT)等嘧啶類似物,則產生異常的TMP,摻入DNA中導致細胞死亡。如受檢物能引起TK基因突變,胸苷激酶則不能合成,而在核苷類似物的存在下能夠存活。TK基因突變試驗可檢出包括點突變、大的缺失、重組、染色體異倍性和其他較大范圍基因組改變在內的多種遺傳改變。試驗採用的靶細胞系主要有小鼠淋巴瘤細胞L5178Y以及人類淋巴母細胞TK6和WTK1等。其基因型均為tk+/-。Honma(本間正充)和張立實(1999)指出原用染毒時間3～6h對於充分檢出斷裂劑和錘體來說這個時間太短,獲陰性結果時應延長至24h。據資料顯示對於同一陽性受檢物,WTK1細胞的突變頻率遠高於TK6細胞,認為與WTK1存在p53基因突變有關。Do-brovolsky(1999)建立了tk+/-轉基因小鼠,可用於體內試驗。
2.1.3轉基因小鼠基因突變試驗轉基因小鼠基因突變試驗可在整體狀態下檢測基因突變,比較不同組織(包括生殖腺)的突變率,確定靶器官,對誘發的遺傳改變作精確分析等[8]。1989年Gossen等報道了LacZ轉基因小鼠突變測試系統。近年來,國外已陸續發展了多種用於突變檢測的轉基因動物,其中3種已投入商品化生產,MutaTM小鼠、Big-BlueTM小鼠和Xenomouse小鼠,它們分別採用大腸桿菌乳糖操縱子的LacZ和/或Lacl作為誘變的靶基因。陳建泉等人(1997)已經以穿梭質粒pESnx載體,以xy1E基因因為誘變靶基因建立了攜帶xy1E的轉基因小鼠,並對轉基因小鼠進行了繁殖建系。並已實驗證明xy1E轉基因小鼠是一個研究體內基因突變的有效模型,它可望成為一種新的轉基因小鼠突變檢測系統[9]。Heddle等(2000)建立了1個種gptdelta轉基因小鼠。HiroyukiHayashi等(2003)將載有E.coligpt基因和λ噬菌體的red/gam基因λEG10DNA整合到SD大鼠每個單倍體基因組q24～q31位點。這種轉基因大鼠對乙基亞硝基脲(ENU)和苯並芘(B[a]P)的肝臟毒性顯示了很好的敏感性,它也有助於研究遺傳毒性物質對小鼠和大鼠的種間差異[10]。
2.1.4反向限制性酶切位點突變分析法(,iRSM)由英國威爾士大學分子遺傳和毒理中心建立並完善的[11]。iRSM適用於快速檢測誘變劑所致體內外DNA的突變,但這些突變的特點是使某一酶切位點變為另一酶切位點。該方法建立者Jenkins等首先將iRSM應用於化學誘變劑所致動物體內p53基因的突變檢測,取得了良好的結果:小鼠分別口服N-乙基N-亞硝基脲(ENU)、2-乙醯氨基芴(2-AAF)和二甲基醯肼(DMH)3天後,以iRSM方法相應地檢測小鼠脾、骨髓和肝組織p53基因第6內含子區域的Apa→Ava位點反向突變。結果表明ENU誘發肝組織p53基因突變的發生率為33%,2-AAF使肝組織突變的發生率為25%,這一陽性突變率反映出了不同誘變劑對相應組織的致突變強度,進一步驗證了該方法的高靈敏度和准確性。它具有靈敏度高、快速、操作簡便、以及突變檢測部位明確等優點,應當說是一種較具實用價值和生命力的突變檢測手段。但是,iRSM的不足之處是僅能檢測誘發限制性酶切位點反向的DNA突變。根據文獻資料分析,化合物致突的發生具有一定的規律性,即結構類似的一組化合物常常引起一些特定序列較固定的鹼基改變。例如,烷化劑和芳香胺類雖易使一連串鳥嘌呤(G)3′端G發生突變[12,13],這可能與該部位電荷密集有關,多數活性氧生成物質的DNA致突作用也具有類似規律[14];CpG二核苷常常是DNA加成物致突變作用部位[15],所以CpG突變的檢測在化合物致突檢測中具有重要意義,而CpG突變常引發某些固定酶切位點的變化。很顯然,iRSM可較廣泛地應用於遺傳毒性化合物致突作用的檢測。
2.2檢測染色體和染色體組畸變
2.2.1微核試驗傳統的體內微核試驗仍然是檢測化學物質染色體損傷的基本方法。目前微核試驗方法主要有以下改進:1體外微核試驗常用細胞有中國倉鼠肺細胞(CHL)、中國倉鼠卵巢細胞(CHO)及中國倉鼠成纖維細胞(V79)等,近年開始有用L5178Y小鼠淋巴瘤細胞和人的類成淋巴細胞TK6。也有用敘利亞倉鼠胚胎(SHE)細胞和BALB/c3T3細胞。體外試驗比體內試驗易於操作和控制。缺點是對直接作用的化合物有可能出現假陽性。2周圍血微核試驗優點是可重復采樣,自身對照,減少實驗動物數。李尊愛(1999)報道剛斷乳不久的小鼠(4～6周齡)用於外周血網織紅細胞微核試驗比年齡更大的敏感些[16]。3胞質分裂阻滯法微核試驗(CB-MNT)很好地排除了細胞分裂的影響。該法中,雙核細胞是只分裂了一次的細胞,其結果更加穩定敏感。CB-MNT可觀察到多種遺傳學終點。觀察不同分裂期的細胞比例,計算核分裂指數能檢測誘變物對細胞周期的影響。還可檢測切除修復,次黃嘌呤磷酸核糖轉移酶(HPRT)位點變異,凋亡。認為該試驗可使計數值提高,達到傳統方法的兩倍或以上。但也偶小於兩倍的結果(李來玉,1996)。最近Garriott和Phelps等推薦了關於體外雙核細胞微核試驗的幾個參數條件:細胞鬆弛素B不影響試驗結果;計數2000個雙核細胞;長時間暴露沒有必要;結果用趨勢檢驗分析;根據相應的細胞毒性選擇適當的濃度[17]。
2.2.2染色體畸變試驗染色體畸變試驗是檢測化學物質影響染色體數量和結構的基本方法。在化學物質安全性評價中常選體外CHL細胞染色體畸變、精原細胞染色體畸變試驗等檢測化學物質對染色體的影響。為了准確觀察誘發的畸變頻數,本試驗收獲細胞的時間應盡量提前至大多數細胞處於染毒後第1次有絲分裂時(Tucker,1996)。對於染色估數目改變,原則上只適合超倍體的觀察。因為塗片時可能人為地把染色體推出細胞外(Tucker,1997),Danford曾建議在制備標本時減弱低滲處理能力,以免漲破細胞膜,從而能准確觀察亞二倍體。經研究,認為以0.094mo1/LKC1弱低滲液處理2min～3min是達此目的的最佳條件(樓鐵柱,1997)。
2.2.3熒光原位雜交(FISH)技術熒光原位雜交最早由Bauman(1980)建立,後由Lucas(1989)首先應用於染色體畸變分析。其原理是按檢測目標准備恰當的DNA序列作為探針,並用生物素標記,對載玻片上待測標本中的DNA雜交,最後通過雜交位點的熒光觀察染色體結構或數目的改變。應用特殊染色體和染色體某區域的熒光探針可在體內檢測4種類型的細胞遺傳學終點[18]。1檢測中期細胞染色體畸變。2應用亞染色體區域的探針檢測間期染色體斷裂和非整倍體。3應用中心粒探針和/或抗著絲點抗體檢測微核的形成。Schriever-Schwemmet等利用CREST間接免疫熒光法,以及小鼠次要和主要衛星DNA探針,在小鼠骨髓細胞證明了受試物引起微核的來源[19]。4哺乳動物精子非整倍體檢測。徐德祥(1999)用雙色FISH方法對丙烯腈接觸男工精子性染色體數目畸變進行了檢測,證明FISH技術用於檢測精子染色體數目畸變實驗結果穩定可靠。
2.3檢測DNA原始損傷2.3.1單細胞凝膠電泳技術單細胞凝膠電泳分析(singlecellgeleletrophoresis,SCGE)是Ostling等(1984)首創的,以後經Singh等(1988)進一步完善而逐漸發展起來的一種快速檢測單細胞DNA損傷的實驗方法,因其細胞電泳形狀頗似慧星,又稱慧星試驗(cometassay)。Kizilian(1999)改進了一些試驗條件,能明顯將細胞調亡和細胞壞死的形象與「彗星」區分。MarkS.Rundell等(2003)報道彗星試驗測行的損傷主要是由致突變劑引起的[20]。RichardD.Bowden等(2003)研究出了一種新的分析試驗結果的彗星尾圖譜,可以更加准確的分析彗星的長度及密度[21]。SCGE是評價遺傳毒性損害非常敏感的實驗,可以檢測到每1.657×10-37kg中0.1個DNA的斷裂。與經典的染色體畸變、微核、SCE相比,SCGE可以用於活細胞DNA的檢測,也能用於死亡細胞DNA的分析,使SCGE不僅可以研究低劑量下的生物效應,也可用於研究高劑量下的生物效應;同時SCGE又可提供DNA修復能力的信息,這使得SCGE非常適用於評價受試物的遺傳毒性

⑨ dna測量方法

DNA檢測
技術有很多，主要分為定性和定量方法。給你舉幾個：1，分子雜交技術，（包括southern雜交，northern雜交，基因晶元等）分子雜交分析的基本原理是基於DNA探針檢測變性而且固定在硝酸纖維素膜上的宿主細胞DNA。這些探針可以不依賴宿主細胞DNA來制備，例如用隨機引物制備探針。探針上標記酶﹑生物素﹑放射性同位素﹑地高辛（Dig）等。由於地高辛標記核酸探針，操作方便、靈敏度高，已標記的探針在4℃貯存可達兩年之久，方便隨時應用，所以現在常採用地高辛標記核酸探針，用游標記法將光敏Dig標記到探針上，製成光敏-Dig-核酸探針，再與固定在硝酸膜上的靶核酸進行靶DNA分子雜交，使之與抗Dig-鹼性磷酸酶結合，最後可用不同的檢測方式進行檢測，
發光檢測
和顯色檢測均可，靈敏度可達10pg以下2，基於DNA結合蛋白的方法Threshold®
Immunoassay分析系統是基於兩種DNA序列非特異性蛋白，單鏈DNA（ssDNA）結合蛋白（SSB）和抗ssDNA
的單抗。檢測的基本過程是當生物素—DNA單鏈結合蛋白和尿素酶—抗ssDNA
的單抗與變性的宿主細胞DNA結合最終形成復合物，通過親合素將此復合物連接到生物素—硝酸纖維素膜，在通過洗滌所有非特異性的被洗脫掉，最後放於有
尿素溶液
的讀數儀，尿素酶催化尿素分解成NH3和CO2
導致PH值發生變化，讀數儀根據PH值的變化換算成DNA的量，從而達到檢測殘余DNA含量的目的。3，PCR法，其中以實時定量PCR法最為突出熒光定量
PCR是基於PCR擴增時，在加入一對引物的同時加入一個特異性的熒光探針，產物的增加可以通過熒光信號指示，通過實時監控PCR體系中的熒光信號，對樣本中初始模板進行定量分析。定量PCR可實時檢測產物量，通過加入已知濃度的
標准樣品
繪制標准曲線，然後根據待測樣品在標准曲線中的位置推算初始模板的濃度，從而達到檢測殘余DNA含量的目的。此外，對DNA的定量技術也有很多，可以看下這篇文章《核酸定量技術及其在生物檢測中的應用》

⑩ 測定DNA鏈斷裂的方法

單細胞凝膠電泳，該技術的原理是基於有核細胞的DNA分子量很大，在DNA超螺旋結構附著在核基質中，用瓊脂糖凝膠將細胞包埋在載玻片上，在細胞裂解液作用下，細胞膜、核膜及其他生物膜破壞，使細胞內的RNA、蛋白質及其他成分進入凝膠，繼而擴散到裂解液中，惟獨核DNA仍保持纏繞的環區附著在剩餘的核骨架上，並留在原位。如果細胞未受損傷，電泳中核DNA因其分子量大而停留在核基質中，經熒光染色後呈現圓形的熒光團，無拖尾現象。若細胞受損，在鹼性電泳液（pH>13）中，先是DNA雙鏈解螺旋且鹼變性為單鏈，單鏈斷裂的碎片分子量小即可進入凝膠中，在電泳時斷鏈或碎片離開DNA向陽極遷移，形成拖尾。細胞核DNA損傷愈重，產生的斷鏈或鹼易變性片段就愈多，其斷鏈或短片也就愈小，在電場作用下遷移的DNA量多，遷移的距離長，表現為尾長增加和尾部熒光強度增強。因此，通過測定DNA遷移部分的光密度或遷移長度就可定量測定單個細胞DNA損傷程度。