❶ 小白鼠采血三种方法的优缺点，谢谢！
1.采血部位：眼眶采血
采血方法：将鼠固定在实验台边缘，左手抓紧鼠颈部皮肤固定头部，并轻轻向下压迫颈两侧，使眼球充血。用事先准备好的10号金属针头顶端(针尖斜面朝内)垂直插入内眦并向眼底方向转动以便切开静脉丛，血液便会连续不断地滴入采血管。用此法大约可取3~5mL血液。取血完毕，立刻用脱脂棉压迫止血。
优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采到3~5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。
缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。另外，多次使用易引起大鼠的感染。对后续试验结果存在一定影响。
2.摘眼采血：鼠可以眼球取血，需要多多练习。一般来说，可以三人配合取血。取血前不需麻醉，用眼科剪剪掉大鼠的胡须（胡须过长，血液滴下的时候容易沾在胡须上，既浪费，又造成溶血，故应剪掉）。
所需器械：眼科小剪、眼科弯镊、止血钳。
一人抓大鼠并用眼科弯镊摘眼球，一人用止血钳夹住大鼠的嘴部以固定大鼠头部，另一个人拿试管接血。
大鼠在挣扎过程中，很容易导致血液丢失，因此固定头部很重要，否则只有眼看着血液乱飞，却不入试管。摘眼球也需要技巧，否则眼球摘下来了，而血液却不流出来，应多多练习
优缺点不太清楚啊，只知道我一个学长摘眼球的时候被咬了一口，挺残忍的
3.采血部位：心脏取血（其实这个一般用在家兔）
采血方法：将实验动物做仰卧有助手固定，术者在其左前肢腋下处剪毛及消毒。在胸部心脏跳动最明显处，用一寸长的12好针头直刺心脏，感到以针头跳动或有血液内流动时。即可抽血。一次可采血15-20ml
优点：抽血快，血液不易凝集，心区面积大, 进针准确性较高, 易一针见血, 且采血量能满足大量试验需要
缺点：心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血。
3‘.采血部位：心脏采血（剪开皮肤）
采血方法：从胸部正中剪开皮肤2.0~2.5cm。暴露肋骨和肌肉。左手拇指和食指从胸廓两则挤压，以确定心脏的位置，此时可触摸到心尖的搏动。然后拇指松开，右手持注射器（7号针头），在胸骨左侧（对操作者来说是右侧），离胸骨0.5cm的第三肋和第四肋之间进针，并使针头与肋骨侧成90°左右的夹角。进针的深度为2cm左右（根据动物大小而定）。进针时用左手拇指和食指夹住心脏博动的位置，使之固定，进针要快。若针头进入心室，由于压力的原因血液会自动进入针管，抽起来很容易。若进针过深，就一边回退一边抽。若进针过浅，可感觉到针头随心脏的博动而摇动，这时可再进深一些。
优点：采血量大，样本质量可靠。
缺点 ：不能保证完全是动脉血，因进针的方向或操作问题亦可采出静脉血。另外，应用本采血方法后，有部分鼠可造成死亡，因此不适合对动静脉血有严格要求的实验研究，亦不适用于试验中间过程的采样。
❷ 请问小鼠断头取血法最多可以取多少血可以用1.5ml的管子接着吗会不会喷射出去
看小鼠年龄，成年的话大约可以取1ml左右。
不过这种取血法不好，容易混入唾液，毛等等。
看这个资料
1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
（2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。
（3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。
（4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。
（5）心脏取血：动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻*醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
（6）大血管取血：大、小鼠还可从颈动、静脉，股动、静脉和腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻*醉后固定动物，然后作动、静脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入（或直接用剪刀剪断大血管），抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。
❸ 请问大鼠断尾取血如何操作
挤啊挤……挤啊挤……就这样。这样子采到的血可以用毛细管吸，做细胞分析足够，但是要用血清的话……好像还是不够。
也有用5ml注射器从尾静脉抽取的，不知道效果如何。
我自己要做血清的。我用的方法是：股静脉抽取。可以顺利抽到好多血……可是老鼠它也……挂了……接着就做心脏灌注……取标本……如果你不介意老鼠的死活，或者反正要取标本，就干脆像我这样。
❹ 金黄地鼠怎么采血
1.尾尖取血：间断尾巴进行取血。注意，剪下来一点就可以，小鼠1-2mm，大鼠3-5mm，流出血液收集即可。过程中可以捋尾巴。血液可以用于涂片，试纸检测血糖等。
2.眼眶后静脉丛采血：刺破眼眶静脉丛进行采血的方法。一只手保定老鼠，食指拇指轻轻按压颈部两侧，导致眼眶后静脉充血，用针以45°角从内眼角刺入，并向下旋转；血液将流出。此法可短时间内重复采血，小鼠一次0.2-0.3 mL，大鼠0.5-1mL.
3.摘眼球取血：此采血方法致死。小鼠倒置5s后，保定，用镊子摘取眼球，血液从眼眶中流入EP管，注意，最好不要反复用 镊子刺眼眶，即便流出血液，也溶液产生溶血现象。一般麻醉后会收集更多血液，在不影响实验结果的前提下，推荐使用。
4.心脏取血：由于心室不好掌握，故而一般不推荐活体心脏取血。常解剖后或麻醉后心脏取血。保定老鼠后，针成45°角斜向前刺入心脏（心脏剧烈跳动，肉眼可见心脏跳动的位置），吸取血液。易有溶血反应。
5.此外还有断头取血，腹主动脉采血和颈动脉或股动静脉或腋下动静脉取血。其中断头取血量大，但是不推荐，容易产生心理阴影。
金黄地鼠（Golden hamster;Mesocricetus auratus）又称叙利亚地鼠、金毛鼠、熊仔鼠，金丝熊，金黄色，体重150克，染色体22对。1930年自中东叙利亚引进，各实验室饲养有所不同，但遗传上比较一致，无大变异。应用最多，原产于叙利亚、黎巴嫩、以色列等地，于1938年引入美国后才正式成为宠物。主要分布在东欧、南欧和亚洲的少数地区。
❺ 大鼠取血做药代动力学，哪种取血方法较好
一般可以插管取血，做药代动力学基本上都可以的，比如颈动脉，颈静脉，也可以尾静脉采血，主要看你的实验。
❻ 对实验动物采血的要求
1.小鼠和大鼠采血
（1）眼眶取血：将小鼠抓牢固定，用拇指和食指将眼部皮肤扒开，使眼球充分突出，眼窝内眦处为眼静脉窦。将毛细管由此刺入，捻转，轻轻外提，使血液充满毛细管，采血后用一块干纱布将眼合上数分钟以止血。小鼠每次采血0.2～0.3mL，大鼠为0.5～1.0mL。
（2）剪尾采血：固定动物，将尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5～10mm（大鼠），然后自尾根部向尖部按摩，血即自尾尖流出。如需较多血也可先将尾浸于近50℃的热水中，再剪去尾尖。采血后用胶布包扎尾尖进行压迫止血。由于鼠血凝集快，需要全血应事先置抗凝剂于采血管中，如用血球悬液，应立即与生理盐水混合。小鼠可取血0.1mL，大鼠可取0.3～0.5mL。
（3）断头取血：断头时，左手抓鼠，右手持剪刀于颈部迅速剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，血液即可流入已准备好的容器中
（4）腹主动脉采血：将动物麻醉，仰卧固定，从腹中线切开皮肤，暴露腹主动脉，用注射器抽取血液。
（5）股动（静）脉采血：将动物麻醉固定后，进行一侧腹股沟动、静脉分离手术，血管下方分别穿一根丝线，左手提起血管，右手持注射器将针平行刺入血管内取血。
（6）心脏采血：动物麻醉后，仰卧固定于鼠板上，在左胸侧第三、四肋间，用左手食指触摸到心搏动处，右手持注射器垂直刺入心脏，抽取所需血量。小鼠取0.5～0.6mL，大鼠取0.8～1.2mL。
2.家兔采血
（1）耳中央动脉采血：将兔固定后，在兔耳中央有一条粗而鲜艳的中央动脉。左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端向心方向刺入动脉，慢慢回抽针芯，动脉血立即进入针筒，一次可取血15 mL。
（2）耳缘静脉采血：拔去耳缘部被毛，用灯泡照射加热耳朵或以75%酒精涂擦局部，使静脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热后用小血管夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静脉，血液可自动流出，一般可采血2～3mL。取血后棉球压迫止血。
（3）心脏采血：操作同鼠类。兔一次最多采血25mL。
（4）股静脉、颈静脉采血：做股静脉、颈静脉分离术，然后采血。
❼ 求助：大鼠舌下静脉取血失败，原因是什么
目的探讨一种可以多次,大量,比较安全的大鼠采血的方法.方法大鼠乙醚 麻醉后,用真空采血管舌 下静脉取血.结果舌下静脉取血可以采到 2～3ml 左右的血.结论舌下静脉取血为 大鼠的首选采血方式. 【关键词】大鼠g-T 静脉采血 为了满足试验的要求,经常对大鼠进行多次采血, 且要求对大鼠本身损伤要小,每次抽血的量还要足够. 根据这个要求现介绍一种新的大鼠采血方法——舌下 静脉采血.笔者通过这种方法对300 只大鼠进行了多 次采血.发现这种方法可以满足在大鼠实验中多次,取 血量大且对大鼠的影响比较小.现报告如下. 材料与步骤1.1 准备器械蒸发皿(直径20cm),止血钳两把,乙 醚,大鼠固定板,采血管,采血针,棉球. 1.2 实验动物远交群(SD)大鼠300 只,雄性,体质 量300g 左右. 1.3 步骤 1.3.1 麻醉先用棉球蘸取乙醚放入蒸发皿中,再把 大鼠投入蒸发皿中,盖严皿盖. 1.3.2 取血大约3～5min 大鼠被麻醉,取大鼠仰卧, 将四肢及上齿固定于大鼠板上.助手两手各持一把止 血钳,左手持止血钳夹住大鼠的下齿并上提,使舌漏出, 右手持止血钳夹住鼠舌并拉出.这时操作者可以清楚 地看到大鼠舌下的两条舌下静脉,持采血针与舌面呈 l0.夹角插入舌下静脉,见有回血时把采血针的另一端 插入采血管.血液因负压的抽吸作用快速地被抽人管 内.取血的多少可以根据实验的要求来定.一般可取 2～3ml,据笔者观察此量对大鼠影响不大. 1.3.3 止血将针头拔出后用棉签压住进针处,助手 松开止血钳,按压片刻,把大鼠取下. 注意事项要求采血环境光线充足,室温不能太低,一般高于 20.,如果室温太低,大鼠舌下静脉收缩,势必造成进针 困难;麻醉深度要适宜,一般大鼠跌倒且眼睛半睁半闭 时效果最好.麻醉过浅时大鼠在采血过程中易苏醒,固 定鼠舌困难,采血针易穿出静脉;麻醉过深时特别是有 基础疾病的大鼠易死亡.夹持鼠舌的止血钳应是无齿 钳或在有齿钳上套一节软塑料管,这样可以减少对鼠舌 的损伤;为避免穿刺部位大量出血,进针的部位可以选 择舌下静脉旁开1mm 的位置,然后再调整方向插入舌 下静脉. 讨论现今常用的大鼠取血方法有尾部取血,心脏取血, 内眦取血,断头取血,腹主动脉取血等J.但这些取 血方法都存在一定的弊端,特别是在实验中对大鼠要求 安全大量反复取血时,这些方法就难以满足实验的要 求.其中鼠尾采血量较少,仅适用于做白细胞计数或血 红蛋白检查,对于血清指标的检测则不适用].心脏采 血时,如果操作熟练可以多次取血,但从大鼠心脏取血 要触摸到心跳明显处进针,其难点是大鼠心脏小,心搏 快,进针准确部位及深浅不易掌握J,易造成心包积血 而至大鼠死亡.断头采血法虽能取到较多的血量,但极 易被污染,按此法获取的血液中大多混有少量组织液和 被毛,可能影响实验检测结果,最大的缺陷是只能取一 次血.内眦取血则取血量与操作者技术熟练程度有关, 取血量不易控制,多次采血后容易感染.本方法便可弥 补以上几种方法的不足,通过对300 只大鼠反复的采血 发现该方法的具有以下优点:对大鼠损伤小,操作结 束大鼠便清醒,即可进食饮水.除采血后鼠舌稍有水肿 外无其他损伤.这样可以减少采血对试验本身的影响. 可以反复采血,笔者发现抽血后大鼠的舌下静脉在很 短的时间内便可修复.抽血量较大,一般一次可以抽 到2～3ml 的血液,笔者曾试验最多可以抽到7rrIl,大鼠 仍可存活.所采的标本不受污染.通过这个试验我 们认为,只要按要领操作,该法取血较方便简单,易完 成,可以满足试验取血的要求.舌下静脉取血应为大鼠 采血的首选方法,值得推广. 参考文献 [1]VanHH,BaumansV,BrandtCJ,eta1.OrbitalsinusBloodamplingin :theinfluenceofech- niqueandexpertise[J].LaboratoryAnimals,
❽ 大鼠取血方法
腹主动脉采血，眼眶采血，颈动脉采血，尾静脉采血等
❾ 动物抽血抽什么部位
大型动物，如牛马可以抽颈下静脉血，鸡鸭可以抽翅膀下血管