细胞坏死的检测方法

⑴ 凋亡检测的方法有哪些呢

细胞发生早期凋亡时，细胞膜表面的磷脂酰丝氨酸（PS）会从细胞膜内转移到细胞膜外，Annexin V是一种Ca2+依赖的磷脂结合蛋白，对PS具有高度的亲和性。因此，该蛋白可充当一敏感的探针检测暴露在细胞膜表面的PS。PS的外翻不是凋亡细胞所独特的，也可发生在坏死的细胞中。两种细胞死亡方式间的差别在于细胞凋亡的初始阶段细胞膜是完好的，而细胞坏死在其早期阶段细胞膜的完整性就破坏了。PI或7-AAD染料可以通过细胞膜进入胞内与DNA结合。因此，可以建立一种用Annexin V结合在细胞膜表面作为凋亡的指示并结合PI或7-AAD染料来检测细胞膜的完整性的检测方法。美国BioGems公司生产的AnnexinV-APC/7-AAD凋亡检测试剂盒无需调节补偿，染色操作简单，实验结果更准确，尤其适合于有自发荧光干扰的细胞凋亡检测。具体可以咨询苏州奕赛生物科技有限公司，BioGems品牌在中国的唯一合法代表，网络网友为您解答，望采纳。

⑵ tunel法与HE 染色都能检测细胞坏死与凋亡，具体选择哪种方法好，两者有何不同

做凋亡的话一般用TUNEL，HE一般作为一般染色，要根据细胞形态判断，TUNEL可以标记出凋亡细胞

⑶ 除了改良苯酚品红染色,还有哪些染色方法可以检测植物细胞程序性死亡,其原理是

用台盼蓝染色，死细胞会被染成蓝色，而活细胞不着色，从而判断细胞死活

死细胞的鉴别一般通过DNA结合染料排除，利用死细胞膜通透性增大、不破膜的情况下DNA染料即可进入的特点区分出死细胞，但所用染料浓度、时间远远低于细胞周期所用的浓度，并且不需要固定。

常用的核酸结合死活鉴别染料包括：

碘化丙啶（propidium iodide，PI）

4'，6-二脒基-2-苯基吲哚二盐酸盐（4',6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride，DAPI）

7-氨基 - 放线菌素D（7-amino-actinomycin D ，7-AAD）

DRAQ7

SYTOX

不过对于一些胞内抗原（细胞因子、转录因子），由于需要固定、破膜，所以上述染料中，除了一些胺类染料（如Live/Dead、Ghost等）和新型蒽醌类染料CyTRAK Orange外，其它染料不再适合此类标本的细胞死活鉴别。

这里，只向大家讲解一下用PI、7-AAD、DAPI的染色方法，其它商品化死活染料请按照说明书操作：

1. 用0.5ml 1×PBS重悬细胞。

2. 加入PI或DAPI或7-AAD，终浓度分别为PI（5 µg/ml）、DAPI（500-1000 ng/ml）、7-AAD（2.5 µM）

3. 加入上述染料后，尽快上机，一般不要超过5分钟（有些厂家说明书写着10分钟，可能与浓度有关，可按照说明书操作）。

PI检测通道：使用488 nm激发，用610/20 BP收集

DAPI检测通道：最好用355nm激发，用440/40BP收集；也可以用405nm激发，450/50BP收集

7-AAD检测通道：用488nm激发，用670/14BP收集

下图是用PI检测细胞死活的结果图：

1、细胞死亡：细胞死亡作为生物体的一种常见现象，在动物细胞中有三种方式：凋亡（apoptosis），自噬（autophagy）和坏死（necrosis）。前两种类型属于细胞程序性死亡（programmedcelldeath，PCD）。细胞坏死是细胞在遭受极度刺激时引起的细胞死亡，以细胞质膜的破裂为特征，造成内含物的炎性泄露，是一种非正常死亡。细胞的PCD是细胞的一种“主动性”死亡行为，从形态上和功能上都与细胞坏死有很大的不同。

2、植物中细胞程序性死亡（PCD）：目前可依据液泡膜破裂后，是否在细胞质中发生快速降解将PCD分为两个大类。第一类为自溶性（autolytic）PCD，与液泡中的水解酶的释放有关，在液泡破裂后，导致细胞质的快速清除。第二种为非自溶PCD，（non-autolytic），即液泡膜破裂但是没有出现快速的细胞质的清除。目前鉴定细胞的PCD类型，还是以细胞形态学为主。

3、动植物细胞凋亡标准：动物：凋亡：凋亡小体，或者在细胞表面的水泡，感染病原体后在其他细胞中的降解。自噬：自噬小体，自溶酶体，和小的促进细胞溶解的液泡数目的增加坏死：没有上面的定义的标准。植物：自溶：植物膜破裂之后对细胞质的快速清理。非自溶：没有对细胞质的快速清理。其他：染色质浓缩细胞核破裂自我标记信号自食信号细胞膨胀，细胞器膨胀，质膜破裂染色质浓缩。液泡体积增加（细胞质体积减小）需要Ca2+的内流，细胞质皱缩，细胞器膨胀，小泡增多但体积不增加。

⑷ 判断细胞死活的方法

鉴定细胞死活的方法
死活细胞的鉴定在生物学和医学上具有很重要的意义.细胞培养过程中要随时记录细胞的生长情况,需要经常测定细胞的存活率；在肿瘤细胞的研究中,为了检验各种药物对肿瘤细胞的杀伤力,也需要测定肿瘤细胞的存活率.在临床医学中死活细胞的鉴定也有很大的应用,例如为了检测某一男子的生育能力,测定精子细胞的存活力是比较常用的办法.
死活细胞的鉴定方法有很多种,常用的有染色法和仪器分析法.染色法是常用的细胞死活鉴定方法,简便,易于操作.但是通过直接的形态观察来鉴别细胞死活,实验结果很容易受操作者的主观因素的影响,存在一定的误差,所以,在实际操作中也常采用一些仪器来进行精确的批量检测.
不同的死活细胞鉴定方法有各自不同具体的反应机理,但无论采用何种办法,都是利用了死活细胞在生理机能和性质上的差异.
常用的方法包括染色法和仪器分析法.
1 染色法
染色法分化学染色法和荧光染色法,根据染色机理的不同,染料或使死细胞着色,或使活细胞着色.死活细胞在生理机能和性质上的差异主要包括：
死活细胞细胞膜通透性的差异：活细胞的细胞膜是一种选择性膜,对细胞起保护和屏障作用,只允许物质选择性的通过；而细胞死亡之后,细胞膜受损,通透性增加.常用的以台盼蓝鉴别细胞死活的方法就是利用了这一性质.台盼蓝,又称锥蓝,是一种阴离子型染料,不能透过完整的细胞膜.所以经台盼蓝染色后只能使死细胞着色,而活细胞不被着色.甲基蓝有类似的染色机理.植物细胞的质壁分离也可鉴定死活.
死活细胞在代谢上的差异：是采用美蓝染料鉴定酵母细胞死活的依据.美蓝是一种无毒染料,氧化型为蓝色,还原型为无色.由于活细胞中新陈代谢的作用,使细胞内具有较强的还原能力,能使美蓝从蓝色的氧化性变为无色的还原型,因此美蓝染色后活的酵母细胞无色；而死细胞或代谢缓慢的老细胞,则因它们的无还原能力或还原能力极弱,使美蓝处于氧化态,从而被染成蓝色或淡蓝色.
荧光素双醋酸酯（FDA）是一种常用的培养动植物细胞以及植物细胞原生质体的生活力鉴定染料,其染色机理也利用了死活细胞在代谢上的差异：FDA本身不产生荧光,也无极性,能自由渗透出入完整的细胞膜.当FDA进入活细胞后,被细胞内的脂酶分解,生成有极性的、能产生荧光的物质——荧光素,该物质不能自由透过活的细胞膜,积累在细胞膜内,因而使有活力的细胞产生绿色荧光；而无活力的细胞因不能使FDA分解,而无法产生荧光.
除此之外,还有一些细胞器的专有染料.如液泡系的专有染料中性红.中性红是一种低毒性染料,可以使活细胞液泡着红色,而细胞质和细胞核不被着色；死细胞的液泡不被着色或浅染,染料弥散于整个细胞中,细胞核和细胞质被染成红色.有时侯为了增加染色效果可以将两种染料结合使用,如甲基蓝-中性红混合染色法.
2 仪器分析法
可采用微电极技术（利用死活细胞膜两侧电位的差异）、全自动分析细胞记数仪和流式细胞仪等,可对细胞的死活进行精确的批量检测.
德国INNOVATIS出产的全自动Cedex细胞存活率/细胞计数仪/细胞分析仪是世界上第一台高分辨率、高清晰度扫描(专利)细胞分析仪,具有全自动台盼蓝染色、显微CCD成象、CEDEX工作站软件,可用于制药、医学、发酵、免疫、病理、毒性测试、生物技术等学科的研究开发和工业生产过程中的细胞计数和分析.自动分析结果,检测分析数据输出（11项)：总细胞数目,总细胞浓度 (cells/mL) ；活细胞数目,活细胞浓度 (cells/mL)；死细胞数目,死细胞浓度 (cells/mL) ；细胞存活率 (%) ；细胞的平均圆度 (compactness) ；细胞的平均直径 (um) ；细胞团比例 （Aggregate Rate）；细胞直径分布图 （Diameter Histogram）；细胞团分布图 （Aggregate Histogram）；细胞圆度分布图 (Compactness Histogram) ；细胞生长时间曲线（Cultivation Time Chart）.
流式细胞仪法用来判断细胞死活的常用荧光探针有二大类：一类是能透过活的细胞膜进入细胞内而发出荧光的物质,例如FDA可被活细胞持留而发出黄绿色荧光,若细胞有损伤则会从细胞中流失,观察不到荧光.另一类是不能透过活细胞膜,但能对固定的细胞及膜有破损的细胞的核进行染色,例如碘化丙啶（ PI,Propidium iodide ）和溴化乙锭（ EB,Ethidium bromide ）就是常用的第二类荧光探针.碘化丙啶(PI)不能穿透细胞膜,对于具有完整细胞膜的正常细胞或凋亡细胞不能染色.而对于坏死细胞,其细胞膜的完整性丧失,碘化丙啶(PI)可以染色坏死细胞.目前常用的一种细胞凋亡与坏死检测试剂盒则含有Hoechst 33342和碘化丙啶(Propidium Iodide,PI)两种荧光染料.细胞发生凋亡时,染色质会固缩,Hoechst 33342可以穿透细胞膜,染色后凋亡细胞荧光会比正常细胞明显增强.上述两种染料双染后,使用流式细胞仪或荧光显微镜检测时,正常细胞为弱红色荧光＋弱蓝色荧光,凋亡细胞为弱红色荧光＋强蓝色荧光,坏死细胞为强红色荧光＋强蓝色荧光.
详见：
http://hi..com/%D1%A7%CE%DE%D6%B9%BE%B3iewwei/blog/item/44eb4a0c132ade3de924888d.html

⑸ BMG多功能酶标仪实时监测细胞凋亡和细胞坏死

CLARIOstar ACU提供了在可控环境下进行细胞凋亡和细胞坏死的实时监测生理条件

多指标RealTime-Glo™ Annexin V凋亡和坏死分析试剂盒检测细胞凋亡时的磷脂酰丝氨酸外翻事件以及细胞坏死引起的细胞膜完整性丧失

简介

虽然细胞死亡是一个重要的、正常的多细胞因素动态平衡的结果，但往往在很多人类疾病中扮演不利角色。对靶向细胞毒性物质和细胞保护剂的了解将有助于对癌症、神经退行性疾病和其它一系列疾病的治疗。若要对疾病模型中，引起失调的因素以及外部刺激反应进行充分的了解，构建细胞死亡的作用机制及动力学分析过程很有必要。传统的实验方法往往存在耗时、耗费人力、代价昂贵且信息不完整的特点。

这里我们介绍一种实时监测细胞凋亡和细胞坏死的新方法。Promega公司新推出的RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析试剂盒提供了一种简单的活细胞样本“加样-读数”的实时监测实验方法。而由BMG LABTECH公司生产的CLARIOstar ACU提供了实时、同时检测发光和荧光信号，并同时维持实验样品细胞所需的[O2]和[CO2]。两者的有机组合为您提供了一个完美的无人值守的解决方案：只需加样完成开始实验，则可完全由仪器自动实时检测所需的参数，您将不会错过任何条件变化引起的重要反应参数。

RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡检测

图1：RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析试剂盒原理：两个Annexin V-萤火虫荧光素酶（NanoBiT™）亚基融合蛋白转染到细胞中且在健康细胞中不会产生发光信号。当与PS相结合时将生成完整的酶并产生发光信号。而细胞膜的完整性则用改良的细胞坏死检测荧光探针来检测。

磷脂酰丝氨酸（PS）位置的改变-从细胞膜内侧外翻到细胞膜外侧被认为是正常细胞进入凋亡状态的标志信号。多重分析中利用Annexin V结合于PS来检定细胞凋亡的开始。

RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析试剂盒利用了两个Annexin-萤火虫荧光素酶（NanoBiT™）亚基融合蛋白并且只有与PS产生亲和时才形成有活性荧光素酶的特点。在两种融合蛋白亚基充足的情况下，完整酶的产生量实时报告了PS的外翻。而细胞坏死检测试剂则报告因细胞坏死引起的细胞膜膜完整性的改变。两者结合则构建了一个可实时监测的细胞死亡作用机制（细胞凋亡、原发性坏死或其它原因）。

材料和方法

RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析试剂盒(Promega, Cat #JA1011)

CLARIOstar ACU（BMG LABTECH）

白色、透明或不透明底96孔板（Costar）

K562细胞（来自ATCC）

阴性选择自然杀伤细胞（NK）（来自Lonza）

其它试剂购自市场

RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析试剂盒中所有试剂都按照说明书进行准备和加样。

对于剂量响应实验，起始最大浓度为10 μM 的bortezomib进行8个梯度系列稀释，加入到接种有10,000细胞/孔的K562细胞中，实验包括药物溶剂对照处理（Vehicle treatment）和无细胞空白对照。

NK细胞的实验中，NK细胞用IL-15处理，然后按比率接种到K562细胞中。单独的NK细胞或K562细胞作为对照。利用CLARIOstar多功能酶标仪进行检测和培养，仪器设置如下。

结果和讨论

在加入bortezomib后的48小时中，每1个小时用CLARIOstar ACU进行发光和荧光的实时双重检测（49个循环）。图8中的PS-外翻响应（发光）领先于细胞坏死响应（荧光）表明治疗型蛋白酶体抑制剂达到预期的凋亡作用。

图2：同时检测PS阳性（紫色）和膜完整性（橙色）

图3说明可以从单一的试验中获得多个时间-剂量响应曲线。结果进一步说明了应答量中剂量和时间之间的关系。试验中同时获得相类似的结果用于测定继发性坏死引起的细胞膜完整性改变（数据没有列出）。

最后的实验探究了经过刺激的自然杀伤性细胞（NK）对靶细胞的先天性能力：参与并诱导了K562癌细胞的凋亡。实验在细胞混合后的两小时内每5分钟检测一次（25个循环）。数据表明PS-外翻和细胞死亡程度与NK细胞数量成正相关关系（数据没有列出）。

图3：不同时间点凋亡的剂量应答曲线。Bortezomib药物处理（n=4）后不同时间点的剂量应答曲线。作为凋亡信号的PS外翻信号在12小时处可被仪器检测到并且在12到24小时之间呈现明显增加的状态。发光信号大小表明了凋亡发生的程度。

图4说明了NK细胞对靶细胞的比例的增加与凋亡量也就是发光信号强度之间的关系。

图4：自然杀伤细胞活力分析。RealTime-Glo™ Annexin V细胞凋亡和细胞坏死分析结果表明在低效靶比时NK细胞也存在显着的杀伤力，且随着效靶比的增加而显着提高。

结论

结果表明一种新颖的分析方法和仪器的有机结合，开创了一种无人值守且可获得出色结果的细胞凋亡和细胞坏死研究解决方案。检测结果的实时自然属性让您轻松获得以往通过繁重的凋亡分析工作才能获得的有用信息。

参考资料

1. S.J. Martin et al. (1995) J. Exp. Med. 182, 1545-1556.

2. A. S. Dixon et al. (2016) ACS Chem. Biol. 11, 400-408.

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⑹ 怎样鉴定细胞凋亡

细胞凋亡的检测

细胞凋亡与坏死是两种完全不同的细胞凋亡形式，根据死亡细胞在形态学、生物化学和分子生物学上的差别，可以将二者区别开来。细胞凋亡的检测方法有很多，下面介绍几种常用的测定方法。

一、细胞凋亡的形态学检测
根据凋亡细胞固有的形态特征，人们已经设计了许多不同的细胞凋亡形态学检测方法。
1 光学显微镜和倒置显微镜
（1） 未染色细胞：凋亡细胞的体积变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象，细胞凋亡晚期可见凋亡小体。
贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。
（2） 染色细胞：常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化，核膜裂解、染色质分割
成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。
2 荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜
一般以细胞核染色质的形态学改变为指标来评判细胞凋亡的进展情况。
常用的DNA特异性染料有：HO 33342 (Hoechst 33342)，HO 33258 (Hoechst 33258), DAPI。三种染料与 DNA的结合是非嵌入式的，主要结合在DNA的A-T碱基区。紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光。
Hoechst是与DNA特异结合的活性染料，储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用时用PBS稀释成终浓度为2~5mg/ml。
DAPI为半通透性，用于常规固定细胞的染色。储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用终浓度一般为0.5 ~1mg/ml。
结果评判：细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期：Ⅰ期的细胞核呈波纹状（rippled）或呈折缝样（creased），部分染色质出现浓缩状态；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；Ⅱb期的细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体(图1)。
3 透射电子显微镜观察
结果评判：凋亡细胞体积变小，细胞质浓缩。凋亡Ⅰ期（pro-apoptosis nuclei）的细胞核内染色质高度盘绕，出现许多称为气穴现象（cavitations）的空泡结构(图2)；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；细胞凋亡的晚期，细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。

二、磷脂酰丝氨酸外翻分析（Annexin V法）

磷脂酰丝氨酸（Phosphatidylserine, PS）正常位于细胞膜的内侧，但在细胞凋亡的早期，PS可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面，暴露在细胞外环境中(图3)。Annexin-V是一种分子量为35~36KD的Ca2+依赖性磷脂结合蛋白，能与PS高亲和力特异性结合。将Annexin-V进行荧光素（FITC、PE）或biotin标记，以标记了的Annexin-V作为荧光探针，利用流式细胞仪或荧光显微镜可检测细胞凋亡的发生。
碘化丙啶(propidine iodide, PI)是一种核酸染料，它不能透过完整的细胞膜，但在凋亡中晚期的细胞和死细胞，PI能够透过细胞膜而使细胞核红染。因此将Annexin-V与PI匹配使用，就可以将凋亡早晚期的细胞以及死细胞区分开来。
方法
1 悬浮细胞的染色：将正常培养和诱导凋亡的悬浮细胞（0.5~1×106）用PBS洗2次，加入100ul Binding Buffer和FITC标记的Annexin-V（20ug/ml）10ul，室温避光30min，再加入PI（50ug/ml）5ul，避光反应5min后，加入400ul Binding Buffer，立即用FACScan进行流式细胞术定量检测（一般不超过1h）， 同时以不加AnnexinV-FITC及PI的一管作为阴性对照。
2 贴壁培养的细胞染色：先用0.25%的胰酶消化，洗涤、染色和分析同悬浮细胞。
3 爬片细胞染色：同上，最后用荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜进行观察。
结果 [图4、图5]
注意事项
1. 整个操作动作要尽量轻柔，勿用力吹打细胞。
2. 操作时注意避光，反应完毕后尽快在一小时内检测。

三、线粒体膜势能的检测
线粒体在细胞凋亡的过程中起着枢纽作用，多种细胞凋亡刺激因子均可诱导不同的细胞发生凋亡，而线粒体跨膜电位DYmt的下降，被认为是细胞凋亡级联反应过程中最早发生的事件，它发生在细胞核凋亡特征（染色质浓缩、DNA断裂）出现之前，一旦线粒体DYmt崩溃，则细胞凋亡不可逆转。
线粒体跨膜电位的存在，使一些亲脂性阳离子荧光染料如Rhodamine 123、3，3-Dihexyloxacarbocyanine iodide[DiOC6（3）]、Tetrechloro-tetraethylbenzimidazol carbocyanine iodide[JC-1]、Tetramethyl rhodamine methyl ester(TMRM)等可结合到线粒体基质，其荧光的增强或减弱说明线粒体内膜电负性的增高或降低。
方法：将正常培养的细胞和诱导凋亡的细胞加入使用终浓度为Rhodamine 123（1mM）或终浓度为DiOC6（25nM），JC-1（1mM），TMRM（100nM），37°C平衡30min，流式细胞计检测细胞的荧光强度。
注意事项
1． 始终保持平衡染液中pH值的一致性，因为pH值的变化将影响膜电位。
2． 与染料达到平衡的细胞悬液中如果含有蛋白，他们将与部分染料结合，降低染料的浓度，引起假去极化。

四、DNA片断化检测
细胞凋亡时主要的生化特征是其染色质发生浓缩, 染色质DNA在核小体单位之间的连接处断裂, 形成50~300kbp长的DNA大片段, 或180~200bp整数倍的寡核苷酸片段, 在凝胶电泳上表现为梯形电泳图谱(DNA ladder)。细胞经处理后，采用常规方法分离提纯DNA，进行琼脂糖凝胶和溴化乙啶染色，在凋亡细胞群中可观察到典型的DNA ladder。如果细胞量很少，还可在分离提纯DNA后，用32P-ATP和脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）使DNA标记，然后进行电泳和放射自显影，观察凋亡细胞中DNA ladder的形成。
1. 大分子染色体DNA片段的测定
细胞凋亡的早期,染色体断裂成为50~300kbp长的DNA大片段。所有超过一定分子量大小的双链DNA分子在琼脂糖凝胶中的迁移速度相同。线性DNA的双螺旋半径超过凝胶半径时，即达到分辨力的极限。此时凝胶不再按分子量的大小来筛分DNA，DNA像通过弯管一样，以其一端指向电场一极而通过凝胶，这种迁移模式称之为"爬行"。因此，细胞凋亡早期产生的50~300kbp长的DNA大片段不能用普通的琼脂糖凝胶电泳来分离。通常采用脉冲电泳技术可圆满地解决这一问题。这个方法是在凝胶上外加正交的交变脉冲电场。每当电场方向改变后，大的DNA分子便滞流在爬行管中，直至新的电场轴向重新定向后，才能继续向前移动。DNA分子量越大，这种重排所需要的时间就越长。当DNA分子变换方向的时间小于电脉冲周期时，DNA就可以按其分子量大小分开。
参考文献 Brown,D.G., Sun, X.M., and Cohen, G.M.(1993) Dexamethasone-inced apoptosis involves cleavage of DNA to large fragments prior to internucleosomal fragmentation. J. Biol.Chem. 268, 3037-3039
2． DNA Ladder 测定
方法：收获细胞（1′107）沉淀?细胞裂解液?13000rpm′5min, 收集上清?1%SDS和RnaseA（5mg/ml）56°C，
2h?蛋白酶K（2.5mg/ml）37°C，2h?1/10体积3M醋酸钠和2.5倍体积的冷无水乙醇沉淀DNA，4°C过夜?14000rpm′15min?最后将沉淀溶解在TE buffer中，加DNA Loading Buffer?1.2%琼脂糖凝胶电泳，EB染色并照相。
结果：[图6]
参考文献 Herrmannm M, Lorenz HM, Voll R et al. A Rapid and simple method for the isolation of apoptotic DNA fragments. Nucleic Acid Res. 1994; 22:5506-5507
3． 凋亡细胞DNA含量的流式细胞计分析
方法：收集细胞?70%冷乙醇（in PBS）4°C固定过夜?PBS洗涤，1000rpm′10min?RNase A（0.5mg/ml）37°C消化30min?PI（50mg/ml）染色，室温避光15min?FACScan分析DNA亚二倍体的形成及细胞周期的变化。
结果：[图7]
4. ApoAlertTM LM-PCR Ladder Assay (CLONTECH)
优点：敏感度高，适合于检测少量样本，小部分凋亡细胞。如临床活组织检测。

五 TUNEL法
细胞凋亡中, 染色体DNA双链断裂或单链断裂而产生大量的粘性3'-OH末端，可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）的作用下，将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3'-末端，从而可进行凋亡细胞的检测，这类方法称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法（terminal -deoxynucleotidyl transferase mediated nick end labeling, TUNEL）。由于正常的或正在增殖的细胞几乎没有DNA的断裂，因而没有3'-OH形成，很少能够被染色。TUNEL实际上是分子生物学与形态学相结合的研究方法，对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行原位染色，能准确地反应细胞凋亡典型的生物化学和形态特征，可用于石蜡包埋组织切片、冰冻组织切片、培养的细胞和从组织中分离的细胞的细胞形态测定，并可检测出极少量的凋亡细胞，因而在细胞凋亡的研究中被广泛采用。

六、Caspase-3活性的检测

Caspase家族在介导细胞凋亡的过程中起着非常重要的作用，其中caspase-3为关键的执行分子，它在凋亡信号传导的许多途径中发挥功能。Caspase-3正常以酶原（32KD）的形式存在于胞浆中，在凋亡的早期阶段，它被激活，活化的Caspase-3由两个大亚基（17KD）和两个小亚基（12KD）组成，裂解相应的胞浆胞核底物，最终导致细胞凋亡。但在细胞凋亡的晚期和死亡细胞，caspase-3的活性明显下降。
1 Western blot 分析Procaspase-3的活化，以及活化的Caspase-3及对底物多聚（ADP-核糖）聚合酶[poly（ADP-ribose）polymerase，PARP]等的裂解。
方法：
收集细胞→PBS洗涤→抽提细胞裂解液→蛋白定量→SDS-PAGE电泳→硝酸纤维素膜或PVDF膜转移→5%脱脂奶粉封闭，室温1.5~2h或4°C过夜→Caspase-3多抗或单抗室温反应1~2h或4°C过夜→TBS-T（含0.05% Tween 20的TBS）洗3次，5~10min/次→HRP-标记的羊抗鼠IgG或AP标记的羊抗鼠IgG室温反应1~2h→ TBS-T洗3次， 5~10min/次?→ECL显影或NBT/BCIP显色。
结果：[图8-1、图8-2]
2 荧光分光光度计分析
原理：活化的Caspase-3能够特异切割D1E2V3D4-X底物，水解D4-X肽键。根据这一特点，设计出荧光物质偶联的短肽Ac-DEVD-AMC。在共价偶联时，AMC不能被激发荧光，短肽被水解后释放出AMC，自由的AMC才能被激发发射荧光。根据释放的AMC荧光强度的大小，可以测定caspase-3的活性，从而反映Caspase-3被活化的程度。
方法：收获细胞正常或凋亡细胞?PBS洗涤?制备细胞裂解液?加Ac-DEVD-AMC（caspase-3四肽荧光底物）?37°C反应1h?荧光分光光度计（Polarstar）分析荧光强度（激发光波长380nm，发射光波长为430-460nm）。
结果：[图9]
3 流式细胞术分析
方法：收获细胞正常或凋亡细胞?PBS洗涤?加Ac-DEVD-AMC?37°C反应1h?UV流式细胞计分析caspase-3阳性细胞数和平均荧光强度。
结果：[图10]

七、凋亡相关蛋白TFAR19蛋白的表达和细胞定位分析
TFAR19（PDCD5）是由本研究室在国际上首先报导的一个拥有自己知识产权的人类新基因，前期的功能研究表明，它是促进细胞凋亡的增强剂。利用荧光素（FITC）标记的TFAR19单克隆抗体为探针，对细胞凋亡过程中TFAR19蛋白的表达水平及定位研究发现，凋亡早期TFAR19表达水平增高并出现快速核转位现象，伴随着细胞核形态学的变化，持续较长时间，在凋亡小体中仍然可见。同时我们发现，凋亡早期TFAR19蛋白的核转位早于磷脂酰丝氨酸（PS）外翻和细胞核DNA的片段化，提示TFAR19蛋白的核转位是细胞凋亡更早期发生的事件之一。进一步的研究证明，凋亡早期TFAR19的核转位具有普遍意义，不同细胞凋亡早期均出现TFAR19高表达和核转位。这为研究细胞凋亡早期所发生的事件，提供了一种新的技术和指标。
（一）TFAR19蛋白的细胞定位分析
材料试剂：
FITC标记的单克隆抗体，pH7.4 、0.15Mol/L PBS，3%的多聚甲醛，PBS-T（pH7.4 、0.15Mol/L PBS 含0.2% Tween 20），胎牛血清，荧光细胞洗液：pH7.4 、0.15Mol/L PBS含2%胎牛血清及0.1%NaN3 。FACS管，Tip头，移液器。
仪器：低温水平离心机, 37°C水浴箱，荧光显微镜，共聚焦激光扫描显微镜，流式细胞计
方法：
1 悬浮细胞的染色：
（1）收获正常和诱导凋亡的细胞（0.5~1′106），PBS洗2次，1000rpm′10min。
（2）3%多聚甲醛冰浴10min，PBS洗2次，1000rpm′10min。
（3）加入PBS-T溶液，37°C孵育15min，PBS洗2次，1000rpm′10min。
（4）加入200ml胎牛血清，室温反应30min。
（5）加入5ml FITC标记的TFAR19单抗（终浓度为1：40），4°C反应30min
（6）荧光细胞洗液洗2次，1000rpm′10min。
结果观察：将细胞沉淀滴片，荧光显微镜及共聚焦激光显微镜下观察TFAR19在细胞中的定位。同时用流式细胞计定量检测TFAR19蛋白的平均荧光强度。[图11]
2：贴壁细胞的原位染色
（1） 贴壁生长的对数期细胞铺在24孔或6孔板中（内有洁净盖玻片），让其爬片生长，待长到
50%~80%满时，凋亡诱导剂处理细胞。
（2） 将不同时间点处理的细胞进行免疫荧光染色，染色步骤同上。
（3） 将染色的爬片细胞放于一张滴有少量甘油（5ml）的载玻片上，荧光显微镜或共聚焦激光扫描显微
镜观察TFAR19在细胞中的定位。
结果观察：[图12]
3：临床病理切片的染色、检测。
4：原代细胞的培养、检测。
5：分析TFAR19蛋白在人体内各组织器官的分布及定位
（二）TFAR19蛋白的表达与临床疾病
1． ELISA法检测正常人和疾病状态下，以及疾病的不同时期，血清中TFAR19蛋白水平及其TFAR19自身抗体水平。
材料和试剂：
1. 包被Buffer: pH9.6, 0.05Mol/L碳酸盐Buffer
2. 洗涤液： pH7.4, 0.15Mol/L PBS 含0.05% Tween 20
3. 封闭液： 3%BSA（用洗涤液配制）
4. 酶标抗体的稀释：用封闭液稀释
5. OPD底物Buffer：Na2HPO4.12H2O 1.84g
柠檬酸 0.51g
DDW 100ml
6. 显色液（现配现用）：底物Buffer 10ml
OPD 2mg
30% H2O2 2ml
7. 终止液 2Mol/L H2SO48. 重组人TFAR19, HRP标记的羊抗人IgG9. ELISA板, Tip, 移液器，ELISA
Reader（OD490nm），洗板机
操作步骤
1. 用包被Buffer稀释的重组人TFAR19（1mg/ml）包被ELISA板, 100ml/well, 37°C孵育2h或4°C过夜（一般24h以上）。
2. 洗涤Buffer洗板三次，加入封闭液，200 ml/well ， 37°C孵育2h或4°C
过夜。
3. 洗涤Buffer洗板三次，加入不同稀释度的病人血清（3个重复孔）100ml/well ，37°C孵育1h。设包被Buffer、洗涤Buffer 、封闭液为阴性对照。
4. 洗涤Buffer洗板三次，加入1：2500稀释的HRP标记的抗人IgG, 100ml/well，37°C孵育1h。
5. 洗涤Buffer洗板三次，加入显色液，100 ml/well，避光反应10~15min。
6. 加入H2SO4终止反应，50 ml/well。
7. ELISA Reader 读取OD490 光密度值，分析和比较病人血清和正常血 清中TFAR19自身抗体的表达水平。
2． Western blot 分析原发性肿瘤细胞和正常细胞的TFAR19蛋白的表达水平。

来源（北京大学人类疾病研究中心）：
http://gene.bjmu.e.cn/news/apoptosis.htm

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细胞坏死的鉴定

细胞坏死是因病理而产生的被动死亡，如物理性或化学性的损害因子及缺氧与营养不良等均导致细胞坏死。坏死细胞的膜通透性增高，致使细胞肿胀，细胞器变形或肿大，早期核无明显形态学变化，最后细胞破裂。另外坏死的细胞裂解要释放出内含物，并常引起炎症反应；在愈合过程中常伴随组织器官的纤维化，形成瘢痕。

⑺ 如何用流式检测细胞凋亡

前言

细胞凋亡通常称为细胞程序性死亡，是由基因控制的主动性细胞死亡过程。越来越多数据发现，细胞凋亡与多种疾病密切相关，如癌细胞具有连续增殖、抵抗细胞凋亡能力，利用流式细胞仪分析细胞凋亡可为肿瘤诊断，疗效评价和预后预测提供了重要的参考指标。然而很多实验的同学们，常会碰到上机检测时细胞死亡太多却检测不出凋亡，多次重复结果不一致等现象，本文就一起看看如何把细胞凋亡的数据变的更加漂亮，准确！

首先，明确一下细胞凋亡和坏死的区别

细胞凋亡(apoptosis) 是一件主动性细胞死亡事件，它涉及一系列基因的激活、表达以及调控，是细胞为更好地适应环境而主动争取的一种死亡过程。 具体表现为： 出芽形成凋亡小体、核小体间DNA的切割，凋亡小体被吞噬和消化等几个连续过程等[1]（如下图所示）。

图1：细胞凋亡的发生过程[1]

细胞坏死（necrosis） 则是一件被动的过程，是细胞受到强烈理化或生物因素作用引起细胞无序变化的死亡过程，即病理条件下，自体损伤的一种现象。 具体表现为： 细胞胀大，胞膜破裂，细胞内容物外溢，核变化较慢，DNA降解不充分，会引起局部严重的炎症反应（如下图所示）。

图2：细胞坏死的发生过程[1]

一、流式检测细胞凋亡的原理

Annexin V和PI双染法是流式检测细胞凋亡的经典方法 ，它是基于凋亡的早期细胞膜上的磷脂酰丝氨酸（phosphotidylserine, PS）从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面这一原理来实现的（如下图3）。

图3：凋亡早期 PS从细胞膜的内侧外翻

该方法简便、快速、准确区分活细胞、凋亡细胞和坏死细胞，具体原理如下：

因此，将Annexin V与PI联合使用时，便可用来鉴别活细胞，凋亡细胞及死亡细胞。

二、实验操作步骤

三、数据分析

Annexin V-FITC/PI凋亡检测试剂盒是用FITC标记的Annexin V作为探针，FITC最大激发波长为488 nm，最大发射波长525 nm，FITC的绿色荧光在FL1通道检测；PI-DNA复合物的最大激发波长为535 nm，最大发射波长为615 nm，PI的红色荧光在FL2或FL3通道检测。通过软件分析，绘制双色散点图，FITC为横坐标，PI为纵坐标。

如下图所示：细胞可以分为4个象限：

图4：4个象限的细胞分布图

举例：如常用于研究药物或者基因等对细胞凋亡的影响。 通过比较Control组和药物组，发现化合物可以诱导前列腺癌细胞系PC-3M的细胞凋亡，处理组（20μM）的晚期凋亡细胞比例与Control组（0μM）相比，从1.79%上升到11.39%。进而还可根据每个象限的数据计算出活细胞、凋亡细胞和坏死细胞百分率。

图5. 药物浓度梯度依赖性的诱导PC-3M细胞凋亡[2]

四、常见问题解答

1. 如何避免出现假阳性结果？

2. 为什么必须收集细胞上清？

因为凋亡的细胞可能会脱壁，悬浮于培养基，所以必须收集上清再离心取沉淀，合并胰酶消化下来的细胞，不然检测出来的凋亡比例可能会减少。

3. 为什么在染色后1h内就要上机检测？

由于细胞凋亡是一个快速的过程，建议样品在染色后1小时之内进行分析；PI受时间的影响很大，因标记了PI后会加大细胞毒性，特别是检测早期凋亡时，如果时间延长除了会导致在流式细胞仪上的细胞分群差距加大外，误差会明显加大，所以建议在一个小时内检测。

4. 其他注意事项

参考文献：

[1]Elmore S. Apoptosis: a review of programmed cell death. Toxicol Pathol 2007;35:495-516.

[2]Qin M, Peng S, Liu N, et al. LG308, a Novel Synthetic Compound with Antimicrotubule Activity in Prostate Cancer Cells, Exerts Effective Antitumor Activity.[J]. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, 2015,355(3): 473-483.

⑻ 细胞凋亡的形态学检测方法有哪些

形态学观察方法:
1、HE染色、光镜观察：凋亡细胞呈圆形,胞核深染,胞质浓缩,染色质成团块状,细胞表面有“出芽”现象.
2、丫啶橙（AO）染色,荧光显微镜观察：活细胞核呈黄绿色荧光,胞质呈红色荧光.凋亡细胞核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧,可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体.
3、台盼蓝染色：如果细胞膜不完整、破裂,台盼蓝染料进入细胞,细胞变蓝,即为坏死.如果细胞膜完整,细胞不为台盼蓝染色,则为正常细胞或凋亡细胞.此方法对反映细胞膜的完整性,区别坏死细胞有一定的帮助.
4、透射电镜观察：可见凋亡细胞表面微绒毛消失,核染色质固缩、边集,常呈新月形,核膜皱褶,胞质紧实,细胞器集中,胞膜起泡或出“芽”及凋亡小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬现象。

⑼ 最常用的细胞凋亡检测方法是什么

细胞死亡的方式主要有两种，包括 细胞坏死（necrosis）和细胞凋亡（apoptosis） 。细胞坏死是早已被认识到的细胞死亡方式，而细胞凋亡是近年来逐渐被认识且越来越受到重视的细胞死亡方式。两种死亡方式最重要的区别是细胞坏死会释放出细胞内溶物， 引起炎性反应 ，而细胞凋亡不会暴露细胞内溶物，一般被吞噬细胞吞噬清除， 不引起炎性反应 。

细胞凋亡，也称 细胞程序性死亡，是指在一定的生理或者病理条件下，细胞主动的、高度有序的、自己结束其生命的过程 。细胞凋亡是生物体中一种普遍存在的现象，胚胎形成、个体发育、衰老和损伤细胞的清除等都与细胞凋亡密切相关。细胞凋亡在免疫学中也非常重要，如T细胞在胸腺内发育的过程，经过阴性选择和阳性选择后，95%的胸腺细胞发生凋亡，只有5%的胸腺细胞发育为成熟T细胞进入外周。

检测细胞凋亡的方法很多，如电子显微镜或者光学显微镜下的形态学观察、细胞DNA提取物的DNA梯状带电泳实验等。而流式细胞术是非常重要的检测细胞凋亡的方法，不仅可以定性，也可以定量。流式细胞术检测细胞凋亡的方法也有很多，其中最重要是annexinV/PI双染色法。其他的还有SYTO/PI双染色法、细胞DNA含量分析法、线粒体损伤检测法、活化的caspase-3检测法、FLICA标记法、甲酰胺诱导ssDNA单抗检测法、TUNEL法等。今天主要介绍一下annexinV/PI双染色法。

Annexin V/PI双染色法

正常细胞膜的磷脂分布是不对称的，活细胞中 磷脂酰丝氨酸(phosphatidylserine,PS） 位于 细胞膜的内表面 ，细胞凋亡时，细胞膜发生变化， PS从细胞膜的内表面翻转到细胞膜的外表 面。 annexinV是一种对PS有高度亲和力的、钙依赖性的磷脂结合蛋白 ，annexinV可以特异性地识别凋亡细胞表面的PS，而 活细胞的PS位于细胞膜的内表面 ，无法与annexinV特异性结合。所以可以用FITC偶联的annexinV鉴别凋亡细胞和活细胞。

坏死细胞的PS也会从细胞膜的内表面翻转到细胞膜的外表面，annexinV也能识别坏死细胞表面的PS，所以 annexinV无法区分坏死细胞和凋亡细胞 。而 PI染料能够与细胞内的DNA结合 ， 区分坏死细胞和活细胞 。凋亡细胞和活细胞的细胞膜仍然完整，PI染料无法自由通过细胞膜进入细胞内与DNA结合，所以 PI染料无法标记凋亡细胞和活细胞 ，而PI染料却能够通过坏死细胞的细胞膜与细胞内的DNA结合，坏死细胞内PI染料被488nm激光激发后会发射红荧光，被FL2或FL3通道接收。所以 annexinV和PI同时使用，就可以区分活细胞、凋亡细胞和坏死细胞 ，这就是annexinV/PI双染色法检测细胞凋亡的原理。

标记方法与常规标记荧光抗体的方能一样：加入适量的FITC­annexinV和PI，4℃静置30min即可。注意 标记PI的方法与PI染色检测细胞内DNA含量的方法不同，不需提前固定细胞 ，因为本方法标记PI是为了检测细胞膜的通透性从而鉴别细胞是活细胞还是死细胞，而用PI检测DNA含量时必须先破坏活细胞的细胞膜的完整性使PI进入细胞内与DNA结合。

下图是用annexinV/PI双染色法检测细胞凋亡得到的一张散点图。图中大致可以分为三大细胞群：右上象限的细胞表型为annexinV+PI+，代表的是坏死细胞；右下象限的细胞表型为annexinV＋PI-，代表的是凋亡细胞；左下象限的细胞表型为annexinV-PI-，代表的是活细胞。通过annexin V/PI双染色法可以非常明确地区分活细胞、凋亡细胞和坏死细胞，并且可以定量分析各自所占的比例。

例：

下图引自［1］，作者用annexinV/PI双染色法检测肺癌细胞系“H1299”和“A549”细胞凋亡，证明肺癌细胞表面的TLR4受体与LPS结合后，能够增强其抵抗TNFα和TRAIL诱导的凋亡。

从图中可以看出，TRAIL诱导后，H1299肺癌细胞系的凋亡比例从3.36%上升到13.7%，被TNF-α/CHX诱导后，凋亡比例上升到16.9%；如果在诱导前加入LPS，活化H1299表面TLR4信号，被TRAIL诱导后凋亡比例只有3.8%，被TNF-α/CHX诱导后凋亡比例只有3.93%,说明H1299表面TLR4信号的活化能够促进其抵抗凋亡。另一个肺癌细胞系A549的结果也相似，LPS活化TLR4信号后，TRAIL诱导凋亡比例从16%下降到3.09%，而TNF-α/CHX诱导凋亡比例从17%下降到11.8%。

［1］Weigang He, Qiuyan Liu, Li Wang, et al. 2007. TLR4 signaling promotes immune escape ofhuman lung cancer cells by incing immunosuppressive cytokines and apoptosis resistance.Molecular Immunology, 44:2850-2859.