蛋白質測定方法原理步驟

『壹』 常用的蛋白質含量測定方法有哪些

①凱氏定氮法
原理：蛋白質平均含氮量為16%。當樣品與濃硫酸共熱，蛋白氮轉化為銨鹽，在強鹼性條件下將氨蒸出，用加有指示劑的硼酸吸收，最後用標准酸滴定硼酸，通過標准酸的用量即可求出蛋白質中的含氮量和蛋白質含量。
②雙縮脲法
原理：尿素在180℃下脫氨生成雙縮脲，在鹼性溶液中雙縮脲可與Cu2+形成穩定的紫紅色絡合物。蛋白質中的肽鍵實際上就是醯胺鍵，故多肽、蛋白質等都有雙縮脲（biuret）反應，產生藍色或紫色復合物。比色定蛋白質含量。
缺點：靈敏度低，樣品必須可溶，在大量糖類共存和含有脯氨酸的肽中顯色不好。其 精確度 較差 (數mg)，且會受樣品中 硫酸銨 及 Tris 的干擾，但 准確度 較高，不受蛋白質的種類影響。
③Folin酚法(Lowry)
Folin酚法是biuret 法的延伸，所用試劑由試劑甲和乙兩部分組成。試劑甲相當於雙縮脲試劑（鹼性銅試劑），試劑乙中含有磷鉬酸和磷鎢酸。
在鹼性條件下，蛋白質中的巰基和酚基等可將Cu2+還原成Cu+， Cu+能定量地與Folin－酚試劑反應生成藍色物質，600nm比色測定蛋白質含量。
靈敏度較高(約 0.1 mg)，但較麻煩，也會受 硫酸銨 及 硫醇化合物 的干擾。 步驟中各項試劑的混合，要特別注意均勻澈底，否則會有大誤差。
④紫外法
280nm光吸收法：利用Tyr在280nm在吸收進行測定。
280nm-260nm的吸收差法：若樣品液中有少量核酸共存按下式計算：
蛋白質濃度(mg/ml)=1.24E280-0.74E260 （280 260為角標）
⑤色素結合法（Bradford 法）
直接測定法：利用蛋白質與色素分子（Coomassie Brilliant Blue G-250）結合物的光吸收用分光光度法進行測定。
考馬斯亮蘭（CBG）染色法測定蛋白質含量。CBG 有點像指示劑，會在不同的酸鹼度下變色；在酸性下是茶色，在中性下為藍色。當 CBG接到蛋白質上去的時候，因為蛋白質會提供 CBG一個較為中性的環境，因此會變成藍色。當樣本中的蛋白質越多，吸到蛋白質上的CBG也多，藍色也會增強。因此，藍色的呈色強度，是與樣本中的蛋白質量成正比。
間接測定法：蛋白質與某些酸性或鹼性色素分子結合形成不溶性的鹽沉澱。用分光光度計測定未結合的色素，以每克樣品結合色素的量來表示蛋白質含量的多少。
⑥BCA法
BCA（Bicinchoninc acid procere，4,4』-二羧-2,2』-二喹啉）法與Lowry法相似，主要差別在鹼性溶液中，蛋白質使Cu2+轉變Cu+後，進一步以BCA 取代Folin試劑與Cu+結合產生深紫色，在波長562 nm有強的吸收。
它的優點在於鹼性溶液中BCA 比Folin試劑穩定，因此BCA與鹼性銅離子溶液結合的呈色反應只需一步驟即完成。靈敏度Lowry法相似。
本方法對於陰離子、非離子性及二性離子的清潔劑和尿素較具容忍度，較不受干擾，但會受還原糖 及EDTA的干擾。
⑦膠體金測定法
膠體金(colloidal gold)是氯金酸(chloroauric acid)的水溶膠，呈洋紅色，具有高電子密度，並能與多種生物大分子結合。
膠體金是一種帶負電荷的疏水膠體遇蛋白質轉變為藍色，顏色的改變與蛋白質有定量關系，可用於蛋白質的定量測定。
⑧其他方法
有些蛋白質含有特殊的 非蛋白質基團，如 過氧化物酶含有 亞鐵血紅素基團，可測 403 nm 波長的吸光來定量之。 含特殊金屬的酶 (如鎘)，則可追蹤該金屬。

『貳』 測定蛋白質含量的方法有哪些，其原理各是什麼

Bradford法測定蛋白質濃度：實驗原理。

雙縮脲法（Biuret法）和Folin—酚試劑法（Lowry法）的明顯缺點和許多限制,促使科學家們去尋找更好的蛋。

取6支試管分別標號，前5支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致。

將液體混合均勻，在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於650nm波長處測定各管中溶液的吸光度值。

(2)蛋白質測定方法原理步驟擴展閱讀：

紫外吸收法：

大多數蛋白質在280nm波長處有特徵的最大吸收，這是由於蛋白質中有酪氨酸，色氨酸和苯丙氨酸存在，可用於測定0.1～0.5mg/mL含量的蛋白質溶液。

取9支試管分別標號，前8支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，1號試管不加標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，而不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致，將液體混合均勻，在280nm波長處進行比色，記錄吸光度值。

『叄』 如何准確測定樣品中蛋白質的含量

5種方法測定蛋白質含量

一、微量凱氏（kjeldahl）定氮法

樣品與濃硫酸共熱。含氮有機物即分解產生氨（消化），氨又與硫酸作用，變成硫酸氨。經強鹼鹼化使之分解放出氨，借蒸汽將氨蒸至酸液中，根據此酸液被中和的程度可計算得樣品之氮含量。

二、雙縮脲法（biuret法）

1、實驗原理

雙縮脲是兩個分子脲經180℃左右加熱，放出一個分子氨後得到的產物。在強鹼性溶液中，雙縮脲與硫酸銅形成紫色絡合物，稱為雙縮脲反應。凡具有兩個醯胺基或兩個直接連接的肽鍵，或能過一個中間碳原子相連的肽鍵，這類化合物都有雙縮脲反應。

紫色絡合物顏色的深淺與蛋白質濃度成正比，而與蛋白質分子量及氨基酸成分無關，故可用來測定蛋白質含量。測定范圍為1-10mg蛋白質。干擾這一測定的物質主要有：硫酸銨、tris緩沖液和某些氨基酸等。

此法的優點是較快速 ，不同的蛋白質產生顏色的深淺相近，以及干擾物質少。主要的缺點是靈敏度差。因此雙縮脲法常用於需要快速，但並不需要十分精確的蛋白質測定。

2、試劑與器材

（1）試劑：a、標准蛋白質溶液：用標準的結晶牛血清清蛋白或標准酪蛋白，配製成10mg/ml的標准蛋白溶液，可用bsa濃度1mg/ml的a280為0.66來校正其純度。

如有需要，標准蛋白質還可預先用微量凱氏定氮法測定蛋白氮含量，計算出其純度，再根據其純度，稱量配製成標准蛋白質溶液。牛血清清蛋白用0.9%nacl配製，酪蛋白用0.05n nach配製。

b、雙縮脲試劑：稱以1.50克硫酸銅和6.0克酒石酸鉀鈉，用500毫升水溶解，在攪拌下加入300毫升10% naoh溶液，用水稀釋到1升，貯存於塑料瓶中（或內壁塗以石蠟的瓶中）。此試劑可長期保存。若貯存瓶中有黑色沉澱出現，則需要重新配製。

（2）器材： 可見光分光光度計、大試管15支、旋渦混合器等。

3、操作方法

（1）標准曲線的測定：取12支試管分兩組，分別加入0，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0毫升的標准蛋白質溶液，用水補足到1毫升，然後加入4毫升雙縮脲試劑。充分搖勻後，在室溫（20～25℃）下放置30分鍾，於540nm處進行比色測定。

用未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照液。取兩組測定的平均值，以蛋白質的含量為橫座標，光吸收值為縱座標繪制標准曲線。

（2）樣品的測定：取2～3個試管，用上述同樣的方法，測定未知樣品的蛋白質濃度。注意樣品濃度不要超過10mg/ml。

三、folin—酚試劑法（lowry法）

1、實驗原理

這種蛋白質測定法是最靈敏的方法之一。過去此法是應用最廣泛的一種方法，由於其試劑乙的配製較為困難（現在已可以訂購），近年來逐漸被考馬斯亮蘭法所取代。此法的顯色原理與雙縮脲方法是相同的，只是加入了第二種試劑，即folin—酚試劑，以增加顯色量，從而提高了檢測蛋白質的靈敏度。

這兩種顯色反應產生深蘭色的原因是：在鹼性條件下，蛋白質中的肽鍵與銅結合生成復合物。folin—酚試劑中的磷鉬酸鹽—磷鎢酸鹽被蛋白質中的酪氨酸和苯丙氨酸殘基還原，產生深蘭色（鉬蘭和鎢蘭的混合物）。

在一定的條件下，蘭色深度與蛋白的量成正比。 folin—酚試劑法最早由lowry確定了蛋白質濃度測定的基本步驟。以後在生物化學領域得到廣泛的應用。這個測定法的優點是靈敏度高，比雙縮脲法靈敏得多，缺點是費時間較長，要精確控制操作時間，標准曲線也不是嚴格的直線形式，且專一性較差，干擾物質較多。

對雙縮脲反應發生干擾的離子，同樣容易干擾lowry反應。而且對後者的影響還要大得多。酚類、檸檬酸、硫酸銨、tris緩沖液、甘氨酸、糖類、甘油等均有干擾作用。

濃度較低的尿素（0.5%），硫酸納（1%），硝酸納（1%），三氯乙酸（0.5%），乙醇（5%），乙醚（5%），丙酮（0.5%）等溶液對顯色無影響，但這些物質濃度高時，必須作校正曲線。

含硫酸銨的溶液，只須加濃碳酸鈉—氫氧化鈉溶液，即可顯色測定。若樣品酸度較高，顯色後會色淺，則必須提高碳酸鈉—氫氧化鈉溶液的濃度1～2倍。

進行測定時，加folin—酚試劑時要特別小心，因為該試劑僅在酸性ph條件下穩定，但上述還原反應只在ph=10的情況下發生，故當folin一酚試劑加到鹼性的銅—蛋白質溶液中時，必須立即混勻，以便在磷鉬酸—磷鎢酸試劑被破壞之前，還原反應即能發生。

此法也適用於酪氨酸和色氨酸的定量測定。 此法可檢測的最低蛋白質量達5mg。通常測定范圍是20~250mg。

2、試劑與器材

（1）試劑

a、試劑甲： （a）10克碳酸鈉，2克 naoh和0.25克酒石酸鉀鈉 。溶解於500毫升蒸餾水中。 （b）0.5克硫酸銅溶解於100毫升蒸餾水中，每次使用前，將50份（a）與1份（b）混合，即為試劑甲。

b、試劑乙：在2升磨口迴流瓶中，加入100克鎢酸鈉，25克鉬酸鈉及700毫升蒸餾水，再加50毫升85%磷酸，100毫升濃鹽酸，充分混合，接上迴流管，以小火迴流10小時，迴流結束時，加入150克硫酸鋰，50毫升蒸餾水及數滴液體溴，

開口繼續沸騰15分鍾，以便驅除過量的溴。冷卻後溶液呈黃色（如仍呈綠色，須再重復滴加液體溴的步驟）。稀釋至1升，過濾，濾液置於棕色試劑瓶中保存。使用時用標准nach滴定，酚酞作指示劑，然後適當稀釋，約加水1倍，使最終的酸濃度為1n左右。

c、標准蛋白質溶液: 精確稱取結晶牛血清清蛋白或球蛋白，溶於蒸餾水，濃度為250mg/ml左右。牛血清清蛋白溶於水若混濁，可改用0.9%nacl溶液。

（2）器材

a、可見光分光光度計

b、旋渦混合器

c、秒錶

d、試管16支

3、操作方法

（1）標准曲線的測定：取16支大試管，1支作空白，3支留作未知樣品，其餘試管分成兩組，分別加入0，0.1，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0毫升標准蛋白質溶液（濃度為250mg/ml）。用水補足到1.0毫升，

然後每支試管加入5毫升試劑甲，在旋渦混合器上迅速混合，於室溫（20～25℃）放置10分鍾。再逐管加入0.5毫升試劑乙（folin—酚試劑），同樣立即混勻。

這一步混合速度要快，否則會使顯色程度減弱。然後在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於700nm處測定各管中溶液的吸光度值。以蛋白質的量為橫座標，吸光度值為縱座標，繪制出標准曲線。

注意：因lowry反應的顯色隨時間不斷加深，因此各項操作必須精確控制時間，即第1支試管加入5毫升試劑甲後，開始計時，1分鍾後，第2支試管加入5毫升試劑甲，2分鍾後加第3支試管，余此類推。

全部試管加完試劑甲後若已超過10分鍾，則第1支試管可立即加入0.5毫升試劑乙，1分鍾後第2支試管加入0.5毫升試劑乙，2分鍾後加第3支試管，余此類推。待最後一支試管加完試劑後，再放置30分鍾，然後開始測定光吸收。

每分鍾測一個樣品。 進行多試管操作時，為了防止出錯，每位學生都必須在實驗記錄本上預先畫好下面的表格。表中是每個試管要加入的量（毫升），並按由左至右，由上至下的順序，逐管加入。最下面兩排是計算出的每管中蛋白質的量（微克）和測得的吸光度值。

folin—酚試劑法實驗表 管號 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 標准蛋白質 0 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 （250mg/ml） 未知蛋白質 0.2 0.4 0.6 （約250mg/ml）

蒸餾水 1.0 0.9 0.8 0.6 0.4 0.2 0 0.8 0.6 0.4 試劑甲 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 試劑乙 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 每管中蛋白質的量（mg） 吸光度值（a700）

（2）樣品的測定：取1毫升樣品溶液（其中約含蛋白質20~250微克），按上述方法進行操作，取1毫升蒸餾水代替樣品作為空白對照。

通常樣品的測定也可與標准曲線的測定放在一起，同時進行。即在標准曲線測定的各試管後面，再增加3個試管。如上表中的8、9、10試管。

根據所測樣品的吸光度值，在標准曲線上查出相應的蛋白質量，從而計算出樣品溶液的蛋白質濃度。

注意:由於各種蛋白質含有不同量的酪氨酸和苯丙氨酸，顯色的深淺往往隨不同的蛋白質而變化。因而本測定法通常只適用於測定蛋白質的相對濃度（相對於標准蛋白質）。

四、改良的簡易folin—酚試劑法

1、試劑

（1）試劑甲：鹼性銅試劑溶液中，含0.5n 氯化鈉、10%碳酸鈉、0.1%酒石酸鉀和0.05%硫酸銅，配製時注意硫酸銅用少量蒸餾水溶解後，最後加入。

（2）試劑乙：與前面的基本法相同。臨用時加蒸餾水稀釋8倍。

（3）標准蛋白質溶液：同基本法。

2、操作步驟 測定標准曲線與樣品溶液的操作方法與基本法相同。只是試劑甲改為1毫升，室溫放置10分鍾後，試劑乙改為4毫升。在55℃恆溫水浴中保溫5分鍾。

用流動水冷卻後，在660nm下測定其吸光度值。 改良的快速簡易法，可獲得與 folin—酚試劑法（即lowry基本法）相接近的結果。

五、考馬斯亮蘭法（bradford法）

1、實驗原理 雙縮脲法（biuret法）和folin—酚試劑法（lowry法）的明顯缺點和許多限制，促使科學家們去尋找更好的蛋白質溶液測定的方法。

1976年由bradford建立的考馬斯亮蘭法（bradford法），是根據蛋白質與染料相結合的原理設計的。這種蛋白質測定法具有超過其他幾種方法的突出優點，因而正在得到廣泛的應用。

這一方法是目前靈敏度最高的蛋白質測定法。 考馬斯亮蘭g-250染料，在酸性溶液中與蛋白質結合，使染料的最大吸收峰的位置（lmax），由465nm變為595nm，溶液的顏色也由棕黑色變為蘭色。

經研究認為，染料主要是與蛋白質中的鹼性氨基酸（特別是精氨酸）和芳香族氨基酸殘基相結合。 在595nm下測定的吸光度值a595，與蛋白質濃度成正比。

2、試劑與器材

（1）試劑：

a、標准蛋白質溶液，用球蛋白或牛血清清蛋白，配製成1.0mg/ml和0.1mg/ml的標准蛋白質溶液。

b、考馬斯亮蘭g—250染料試劑：稱100mg考馬斯亮蘭g—250，溶於50ml 95%的乙醇後，再加入120ml 85%的磷酸，用水稀釋至1升。

（2）器材：

a、可見光分光光度計

b、旋渦混合器

c、試管16支

3、操作方法

（1）標准方法

a、取16支試管，1支作空白，3支留作未知樣品，其餘試管分為兩組按表中順序，分別加入樣品、水和試劑，即用1.0mg/ml的標准蛋白質溶液給各試管分別加入：0、0.01、0.02、0.04、0.06、0.08、0.1ml，然後用無離子水補充到0.1ml。

最後各試管中分別加入5.0ml考馬斯亮蘭g—250試劑，每加完一管，立即在旋渦混合器上混合（注意不要太劇烈，以免產生大量氣泡而難於消除）。未知樣品的加樣量見下表中的第8、9、10管。

b、加完試劑2-5分鍾後，即可開始用比色皿，在分光光度計上測定各樣品在595nm處的光吸收值a595，空白對照為第1號試管，即0.1ml水加5.0mg—250試劑。

注意：不可使用石英比色皿（因不易洗去染色），可用塑料或玻璃比色皿，使用後立即用少量95%的乙醇盪洗，以洗去染色。塑料比色皿決不可用乙醇或丙酮長時間浸泡。

考馬斯亮蘭法實驗表管號 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 標准蛋白質 0 0.01 0.02 0.04 0.06 0.08 0.10 (1.0mg/ml) 未知蛋白質 0.02 0.04 0.06 (約1.0mg/ml)

蒸餾水 0.1 0.09 0.08 0.06 0.04 0.02 0 0.08 0.06 0.04 考馬斯亮藍 g－250試劑 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 每管中的蛋 白質量（mg） 光吸收值 （a595）

c、用標准蛋白質量（mg）為橫座標，用吸光度值a595為縱座標，作圖，即得到一條標准曲線。由此標准曲線，根據測出的未知樣品的a595值，即可查出未知樣品的蛋白質含量。 0.5mg牛血清蛋白/ml溶液的a595約為0.50。

（2）微量法 當樣品中蛋白質濃度較稀時（10－100mg/ml）,可將取樣量（包括補加的水）加大到0.5ml或1.0ml, 空白對照則分別為0.5ml或1.0ml水，考馬斯亮藍g－250試劑仍加5.0ml，同時作相應的標准曲線，測定595nm的光吸收值。 0.05mg牛血清蛋白/ml溶液的a595約為0.29。

『肆』 測定蛋白質的定量的方法有哪些及其原理各是什麼

常用的蛋白質純化方法有離子交換色譜、親和色譜、電泳、疏水色譜等等
離子交換色譜：蛋白質和氨基酸一樣會兩性解離，所帶電荷決定於溶液ph。ph小於pi時蛋白質帶正電，ph大於pi時蛋白質帶負電。不同蛋白質等電點的蛋白質在同一個溶液中，表面電荷情況不同。離子交換就是利用不同蛋白質在同一溶液中表面電荷的差異來實現分離的。
親和色譜：生物大分子有一個特性，某些分子或基因對它們有特異性很強的吸附作用。如鎳柱中ni可以與his標簽的蛋白結合，這種只針對一種或一類物質的吸附就是親和色譜的原理。
電泳：sds-聚丙烯醯胺凝膠電泳，sds能斷裂分子內和分子間氫鍵，破壞蛋白質的二級和三級結構，強還原劑能使半胱氨酸之間的二硫鍵斷裂，蛋白質在一定濃度的含有強還原劑的sds溶液中，
與sds分子按比例結合，形成帶負電荷的sds-蛋白質復合物，這種復合物由於結合大量的sds，使蛋白質喪失了原有的電荷狀態形成僅保持原有分子大小為特徵的負離子團塊，從而降低或消除了各種蛋白質分子之間天然的電荷差異，由於sds與蛋白質的結合是按重量成比例的，因此在進行電泳時，蛋白質分子的遷移速度取決於分子大小。
疏水色譜：疏水色譜基於蛋白質表面的疏水區與介質疏水配體間的相互作用，在高濃度鹽作用下，蛋白質的疏水區表面上有序排列的水分子通過鹽離子的破壞被釋放，裸露的疏水區與疏水配體相互作用而被吸附。疏水色譜就是利用樣品中各組分在色譜填料上配基相互作用的差異，在洗脫時各組分移動速度不同而達到分離的目的。隨著鹽離子濃度的降低，疏水作用降低，蛋白質的水化層又形成，蛋白質被解吸附。

『伍』 蛋白質N端和C端的測定方法是什麼基本原理是什麼

n端測序的原理
蛋白質和多肽n-端測序技術是以edman化學降解法為基礎的，edman化學降解，其基本原理是包括通過異硫氰酸苯脂與蛋白質和多肽的n-端殘基的偶聯，苯氨基硫甲醯酞（ptc-肽）環化裂解，和噻唑呤酮苯氨（atz）轉化為苯異硫尿氨基酸（pth-氨基酸）三個主要的化學步驟，每個循環從蛋白質與多肽裂解一個氨基酸殘基，同時暴露出新的游離的氨基酸進行下一個edman降解，最後通過轉移的pth-氨基酸鑒定實現蛋白質序列的測定。
蛋白質c端測序3種方法：化學法、羧肽酶法、及串聯質譜法
其中後兩者最近普遍應用的辦法。
羧肽酶水解法：羧肽酶可以專一性地水解羧基末端氨基酸。根據酶解的專一性不同，可區分為羧肽酶a、b和c。應用羧肽酶測定末端時，需要事先進行酶的動力學實驗，以便選擇合適的酶濃度及反應時...n端測序的原理
蛋白質和多肽n-端測序技術是以edman化學降解法為基礎的，edman化學降解，其基本原理是包括通過異硫氰酸苯脂與蛋白質和多肽的n-端殘基的偶聯，苯氨基硫甲醯酞（ptc-肽）環化裂解，和噻唑呤酮苯氨（atz）轉化為苯異硫尿氨基酸（pth-氨基酸）三個主要的化學步驟，每個循環從蛋白質與多肽裂解一個氨基酸殘基，同時暴露出新的游離的氨基酸進行下一個edman降解，最後通過轉移的pth-氨基酸鑒定實現蛋白質序列的測定。
蛋白質c端測序3種方法：化學法、羧肽酶法、及串聯質譜法
其中後兩者最近普遍應用的辦法。
羧肽酶水解法：羧肽酶可以專一性地水解羧基末端氨基酸。根據酶解的專一性不同，可區分為羧肽酶a、b和c。應用羧肽酶測定末端時，需要事先進行酶的動力學實驗，以便選擇合適的酶濃度及反應時間，使釋放出的氨基酸主要是c末端氨基酸。
串聯質譜法
串聯質譜法原理：即在質譜中獲得蛋白質肽段的碎片。肽段在質譜中的碎裂有一定規律，通常最容易斷裂的是肽鍵位置，得到分別命名為b離子和y離子，得到這些離子的m/z的圖譜，分析圖譜得到的蛋白質的c端序列。

『陸』 測定蛋白質含量的方法有哪些,其原理各是什麼.

Bradford法測定蛋白質濃度
（一）實驗原理
雙縮脲法（Biuret法）和Folin—酚試劑法（Lowry法）的明顯缺點和許多限制,促使科學家們去尋找更好的蛋
白質溶液測定的方法.
1976年由Bradford建立的考馬斯亮蘭法（Bradford法）,是根據蛋白質與染料相結合的原理設計的.這種蛋白
質測定法具有超過其他幾種方法的突出優點,因而正在得到廣泛的應用.這一方法是目前靈敏度最高的蛋白質測定
法.
考馬斯亮蘭G-250染料,在酸性溶液中與蛋白質結合,使染料的最大吸收峰的位置（max）,由465nm變為595n
m,溶液的顏色也由棕黑色變為蘭色.
在595nm下測定的吸光度值A595,與蛋白質濃度成正比.
Bradford法的突出優點是：
（1）靈敏度高,據估計比Lowry法約高四倍,其最低蛋白質檢測量可達1g.這是因為蛋白質與染料結合後產生
的顏色變化很大,蛋白質－染料復合物有更高的消光系數,因而光吸收值隨蛋白質濃度的變化比Lowry法要大的
多.
（2）測定快速、簡便,只需加一種試劑.完成一個樣品的測定,只需要5分鍾左右.由於染料與蛋白質結合的
大約只要2分鍾即可完成,其顏色可以在1小時內保持穩定,且在5分鍾至20分鍾之間,顏色的穩定性最好.
因而完全不用像Lowry法那樣費時和嚴格地控制時間.
（3）干擾物質少.如干擾Lowry法的K+、Na+、Mg2+離子、Tris緩沖液、糖和蔗糖、甘油、巰基乙醇、EDTA等均不
干擾此測定法.

『柒』 蛋白質檢驗實驗步驟

選擇高蛋白的食物漿液，比如豆漿和蛋清。然後准備檢測蛋白質的雙縮脲試劑，由A液和B液組成，A液：氫氧化鈉的質量分數為0.1 g/mL的水溶液。B液：硫酸銅的質量分數為0.01 g/mL的水溶液。

在實驗時，需要現在待測液體中先在加入A液，先製造出鹼性環境，滿足B液與蛋白質反應的條件，這樣才可以方便進行蛋白質的檢測。一段時間後，如果試管中的液體變為紫色，說明待測液體中含有蛋白質，而且顏色深淺與蛋白質濃度成正比。

(7)蛋白質測定方法原理步驟擴展閱讀：

蛋白質檢驗注意事項：

用戶需要注意樣品應是均勻的，若是固體樣品應事先研細過篩，液體樣要混合均勻。

樣品放入凱氏燒瓶時，不要黏附瓶頸上，萬一黏附可用少量水緩慢沖下，以免被檢樣消化不完全，使結果偏低。

如果稱1g以上的樣品，就需要K氏燒瓶最小500ml，800~1000ml的更好，這樣的K氏燒瓶對於縮短氨化時間，加熱的均勻性和完全氨化效果最好。

『捌』 測量蛋白質分子質量有哪些主要方法原理是什麼

1.凝膠過濾法
凝膠過濾法分離蛋白質的原理是根據蛋白質分子量的大小。由於不同排阻范圍的葡聚糖凝膠有一特定的蛋白質分子量范圍，在此范圍內，分子量的對數和洗脫體積之間成線性關系。因此，用幾種已知分子量的蛋白質為標准，進行凝膠層析，以每種蛋白質的洗脫體積對它們的分子量的對數作圖，繪制出標准洗脫曲線。未知蛋白質在同樣的條件下進行凝膠層析，根據其所用的洗脫體積，從標准洗脫曲線上可求出此未知蛋白質對應的分子量。
2.SDS-聚丙烯醯胺凝膠電泳法
蛋白質在普通聚丙烯醯胺凝膠中的電泳速度取決於蛋白質分子的大小、分子形狀和所帶電荷的多少。SDS（十二烷基磺酸鈉）是一種去污劑，可使蛋白質變性並解離成亞基。當蛋白質樣品中加入SDS後，SDS與蛋白質分子結合，使蛋白質分子帶上大量的強負電荷，並且使蛋白質分子的形狀都變成短棒狀，從而消除了蛋白質分子之間原有的帶電荷量和分子形狀的差異。這樣電泳的速度只取決於蛋白質分子量的大小，蛋白質分子在電泳中的相對遷移率和分子質量的對數成直線關系。以標准蛋白質分子質量的對數和其相對遷移率作圖，得到標准曲線，根據所測樣品的相對遷移率，從標准曲線上便可查出其分子質量。
3.沉降法（超速離心法）
沉降系數（S）是指單位離心場強度溶質的沉降速度。S也常用於近似地描述生物大分子的大小。蛋白質溶液經高速離心分離時，由於比重關系，蛋白質分子趨於下沉，沉降速度與蛋白質顆粒大小成正比，應用光學方法觀察離心過程中蛋白質顆粒的沉降行為，可判斷出蛋白質的沉降速度。根據沉降速度可求出沉降系數，將S帶入公式，即可計算出蛋白質的分子質量。質的沉降速度。S也常用於近似地描述生物大分子的大小。蛋白質溶液經高速離心分離時，由於比重關系，蛋白質分子趨於下沉，沉降速度與蛋白質顆粒大小成正比，應用光學方法觀察離心過程中蛋白質顆粒的沉降行為，可判斷出蛋白質的沉降速度。根據沉降速度可求出沉降系數，將S帶入公式，即可計算出蛋白質的分子質量。

『玖』 國家標准檢測蛋白質含量測定方法

蛋白質含量測定方法就是檢測N元素的含量，像三聚氰胺的問題，就是通過增加N的含量使「蛋白質」含量提高的。

國家標准檢測蛋白質含量的方法叫做凱氏定氮法，食物中的蛋白質在催化加熱條件下分解，導致氨和硫酸結合產生硫酸銨。 鹼蒸餾採用無硫，硼酸吸收，用硫酸或鹽酸標准滴定溶液滴定，根據酸耗計算氮含量，再乘以轉化系數，即蛋白質含量。

具體操作步驟如下：

1.樣品處理

精確稱量0.2-2.0g固體樣品或2-5g半固體樣品或吸收10-20ml液體樣品（約30-40mg氮當量）。將其轉移至乾燥的100毫升或500毫升氮氣固定瓶中，加入0.2克硫酸銅，6克硫酸鉀和20毫升硫酸，輕輕搖動，在瓶口放置一個小漏斗，將瓶子傾斜石棉網上有45度角，有小孔。

加熱小火後，內容物碳化，泡沫完全停止，加強火力，保持瓶內液體稍微沸騰，直至液體呈藍綠色澄清透明，然後繼續加熱0.5小時。取出並冷卻，小心加入20毫升水，冷卻，移入100毫升容量瓶中，用少量水洗凈氮氣瓶，洗凈液放入容量瓶中，然後用水沖洗至刻度，混勻備用。

取相同量的硫酸銅，硫酸鉀和濃硫酸作為試劑進行空白試驗。然而，這種方法很危險，很難在實驗室中證明。大多數實驗室都有一個消化器，可以一次處理16個以上的樣品和一個可以自行設定溫度的呼吸機。它更安全，更可操作。

(9)蛋白質測定方法原理步驟擴展閱讀

除了凱氏定氮法以外，標準的測量方法還有：

• 分光光度法

食品中的蛋白質在催化加熱條件下被分解，分解產生的氨與硫酸結合生成硫酸銨，在pH4.8的乙酸鈉-乙酸緩沖溶液中與乙醯丙酮和甲醛反應生成黃色的3,5-二乙醯-2,6-二甲基-1,4-二氫化吡啶化合物。在波長400nm 下測定吸光度值，與標准系列比較定量,結果乘以換算系數，即為蛋白質含量。

• 燃燒法

樣品在900~1200℃下燃燒。在燃燒過程中，產生混合氣體。 諸如碳，硫和鹽的干擾氣體被吸收管吸收，氮氧化物被還原成氮。 形成的氮氣流由熱導檢測器（TCD）檢測。

『拾』 蛋白質測定的原理

不同測試方法原理不一樣，下面介紹一種常用的方法，凱氏定氮法的原理：
凱氏定氮法測蛋白含量：
根據凱氏定氮測得的氮含量和氮在蛋白質中的含量為1/6.25（即16%），故可計算得出蛋白質的含量。
凱氏定氮過程及化學反應如下：
濃硫酸在催化劑和高溫作用下，將有機化合物消化，使其中的氮全部轉換成硫酸銨，然後採用加鹼（NaOH）蒸餾的方式，使硫酸銨中的銨（NH4+）以氨氣的形式釋放出來，再用加有指示劑的硼酸溶液吸收這些氨氣，用酸滴定液滴定至終點，從而確定蛋白質中氮的含量。本方法創始人是丹麥化學家Johan Kjeldahl (1849-1900)。其反應原理如下：
催化劑
消化：含氮有機物＋H2SO4 ――――→(NH4)2SO4
420℃
蒸餾：(NH4)2 SO4 + 2NaOH→2NH3 ↑+Na2SO4 +2H2O
吸收：NH3 + H3BO3 →NH4BO2 + H2O
滴定：2NH4BO2 + H2O +H2SO4→(NH4)2SO4 +2H3BO3